Capítulo 7
Estratégias de seleção e uso de extratos de plantas no controle microbiano in vitro
José Renato Stangarlin
Gilmar Franzener
Kátia Regina Freitas Schwan-Estrada
Maria Eugênia da Silva Cruz
Introdução
Estima-se, atualmente, que apenas 20% da população mundial seja responsável pelo consumo de 85% dos medicamentos industrializados disponíveis no mercado. No Brasil, somente 20% da população consome 63% dos medicamentos disponíveis, enquanto que o restante encontra nos medicamentos de origem natural, especialmente nas plantas medicinais, a única fonte de recurso terapêutico (DI STASI, 1996a). Até o momento, ainda não se conhece quase nada sobre a composição química de 99,6% das plantas de nossa flora, estimadas entre 40 mil a 55 mil espécies (MING, 1996). Além disso, uma grande quantidade de compostos secundários das plantas medicinais já isolados e com estrutura química determinada ainda não foram estudados quanto suas atividades biológicas.
Os compostos secundários, compostos não vitais às plantas, mas com função de proteção contra pragas e doenças e atração de polinizadores, presentes em plantas medicinais, pertencem a várias classes distintas de substâncias químicas, como alcaloides, terpenos, lignanas, flavonoides, cumarinas, benzenoides, quinonas, xantonas, lactonas e esteroides, entre outras (DI STASI, 1996b). Quando esses compostos são extraídos das plantas por processos específicos, como a destilação por arraste de vapor de água, originam líquidos de consistência semelhante ao óleo, voláteis, dotados de aroma forte, quase sempre agradável, insolúveis em água e solúveis em solventes orgânicos, denominados de óleos essenciais (SILVA et al., 1995).
Compostos secundários de plantas medicinais estão distribuídos em um grande número de famílias botânicas, com muitos deles apresentando atividade antimicrobiana, como é o caso dos alcaloides, com origem biossintética a partir da via metabólica do ácido chiquímico (BENNETT; WALLSGROVE, 1994). Outros compostos podem ainda apresentar atividade anti-inflamatória, analgésica, inseticida, colérica e colagoga (CORREA JÚNIOR et al., 1994).
Na literatura é possível encontrar um grande número de trabalhos que utilizam as propriedades antimicrobianas dos compostos secundários de plantas medicinais para o controle de agentes fitopatogênicos (Tabela 1). Por meio desses trabalhos observam-se efeitos fungitóxicos (fungicida/fungistático) em experimentos realizados in vitro e in vivo, utilizando o extrato bruto aquoso, as tinturas ou extratos alcoólicos, o óleo essencial e os hidrolatos dessas plantas. Outra relação de plantas com atividade fungicida pode ser encontrada no trabalho de Duke (2002): Alpinia officinarum (Zingiberaceae), Anagallis arvensis (Primulaceae), Arctium lappa (Asteraceae), Arnebia nobilis (Boraginaceae), Artemisia capillaris (Asteraceae), Baphia nitida (Fabaceae), Carica papaya (Caricaceae), Carthamus tinctorius (Asteraceae), Carum carvi (Apiaceae), Carum copticum (Apiaceae), Cassia alata (Fabaceae), Chenopodium ambrosioides (Chenopodiaceae), Cinnamomum cassia (Lauraceae), Cinnamomum zeylanicum (Lauraceae), Citrus aurantium (Rutaceae), Coscinium fenestratum (Menispermaceae), Curcuma aromatica (Zingiberaceae), Cyrtandra auriculata (Gesneriaceae), Datura stramonium (Solanaceae), Glycyrrhiza glabra (Fabaceae), Gynocardia odorata (Flacourtiaceae), Hedychium spicatum (Zingiberaceae), Hydrocotyle asiatica (Apiaceae), Impatiens balsamina (Balsaminaceae), Ipomoea batatas (Convolvulaceae), Lawsonia inermis (Lythraceae), Lindera sp. (Lauraceae), Lonicera japonica (Caprifoliaceae), Mangifera indica (Anacardiaceae), Mentha arvensis (Lamiaceae), Mesua ferrea (Clusiaceae), Morus alba (Moraceae), Musa paradisiaca (Musaceae), Nothosmyrnium japonicum (Apiaceae), Ocimum basilicum (Lamiaceae), Paeonia lactiflora (Paeoniaceae), Perilla frutescens (Lamiaceae), Phyllanthus emblica (Euphorbiaceae), Pimenta dioica (Myrtaceae), Pimpinella anisum (Apiaceae), Pinus longifolia (Pinaceae), Piper betel (Piperaceae), Piper nigrum (Piperaceae), Plumbago indica (Plumbaginaceae), Plumbago zeylanica (Plumbaginaceae), Plumeria acuminata (Apocynaceae), Plumeria alba (Apocynaceae), Plumeria rubra (Apocynaceae), Pogostemon benghalensis (Lamiaceae), Pogostemon pubescens (Lamiaceae), Pogostemon purpurascens (Lamiaceae), Pongamia pinnata (Fabaceae), Portulaca oleracea (Portulacaceae), Quercus sp. (Fagaceae), Raphanus sativus (Brassicaceae), Rhododendron canadensis (Ericaceae), Rosa indica (Rosaceae), Rungia repens (Acanthaceae), Sabal palmetto (Arecaceae), Santolina chamaecyparissus (Asteraceae), Sassafras albidum (Lauraceae), Satureja hortensis (Lamiaceae), Satureja montana (Lamiaceae), Saussurea lappa (Asteraceae), Seseli indicum (Apiaceae), Shorea harmandii (Dipterocarpaceae), Tabebuia rosea (Bignoniaceae), Tagetes minuta (Asteraceae), Tamarindus indica (Fabaceae), Terminalia belerica (Combretaceae), Terminalia chebula (Combretaceae), Thymus vulgaris (Lamiaceae), Tropaeolum majus (Tropaeolaceae), Tropaeolum minus (Tropaeolaceae), Tropaeolum peregrinum (Tropaeolaceae), Viola odorata (Violaceae), Viola pilosa (Violaceae), Vismia ferruginea (Clusiaceae), Vismia sp. (Clusiaceae), Withania somnifera (Solanaceae), Woodfordia fruticosa (Lythraceae), Xanthium strumarium (Asteraceae), Zanthoxylum armatum (Rutaceae) e Zanthoxylum oxyphyllum (Rutaceae).
Tabela 1. Atividade antimicrobiana in vitro de extratos aquosos e alcoólicos, hidrolatos e/ou óleos essenciais de plantas medicinais. |
||
Planta medicinal |
Microrganismo alvo |
Referência |
Eucalyptus citriodora |
Rhizoctonia solani, Sclerotium rolfsii, Phytophthora sp., Alternaria alternata |
Bonaldo et al. (1998a, 1998b, 1998c,1998d, 1999); Schwan-Estrada et al. (1997, 1998) |
Cymbopogon citratus |
R. solani, S. rolfsii, Phytophthora sp., A. alternata, Colletotrichum graminicola, Fusarium solani f. sp. phaseoli, Sclerotinia sclerotiorum |
Bonaldo et al. (1999); Cruz et al. (1997, 1998); Fagan et al. (1998a, 1998b, 1998c); Tagami et al. (1998); Valarini et al. (1994) |
E. citriodora, C. citratus, Achillea millefolium, Ageratum conizoides |
Didymela bryoniae |
Fiori et al. (1998a, 1998b, 1998c, 2000) |
Allium sativum |
R. solani, Alternaria stevia, Phytophthora drechsleri f. sp. cajani, Fusarium oxysporum f. sp. ciceri, S. sclerotiorum, Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici, Gibberella zeae, Cyllindrocladium clavatum, F. moniliforma var. subglutinans |
Bianchi et al. (1997); Bolkan e Ribeiro (1981); Chalfoun e Carvalho (1987, 1991); Gasparin et al. (1998); Singh et al. (1979, 1992, 1990); Tansey e Appleton (1975); Tariq e Magee (1990) |
Artemisia camphorata |
R. solani, S. rolfsii, Phytophthora sp., A. alternata, C. graminicola, Bipolaris sorokiniana |
Franzener et al. (2003); Soares et al. (1998a, 1998b, 1998c) |
Ruta graveolens, Baccharis trimera, Ocimun basilicum |
R. solani, S. rolfsii, Phytophthora sp., A. alternata, C. graminicola |
Bernardo et al. (1998, 1999) |
Zingiber officinale |
Erysiphe poligony |
Singh et al. (1991) |
Cymbopogon martinii, C. oliveri, Trachyspermum ammi |
Helminthosporium oryzae |
Singh et al. (1980) |
Capsicum annuum |
Botrytis cinerea |
Wilson et al. (1997) |
Flueggea microcarpa |
A. alternata, A. brassicae, A. carthami, F. oxysporum f.sp. ciceri, F. udum, Curvularia lunata |
Prithiviraj et al. (1997) |
Amaranthus spp., A. conyzoides, Lantana sp., Z. offinale |
Phyllactinia corylea, Pseudocercospora mori, Cerotelium fici |
Biswas et al. (1995) |
Azadirachta indica, Chromolaena odorata |
Phytophthora capsici |
Anandaraj e Leela (1996) |
Echinops echinatus |
Alternaria tenuissima |
Singh et al. (1988) |
Ocimum adscendens |
Aspergillus flavus, A. niger, Rhizopus sp. |
Asthana et al. (1989) |
Lantana indica |
A. brassicae, A. brassicicola, A. carthami, C. lunata, F. udum |
Verma et al. (1998) |
Canscora decussata |
F. oxysporum carthami |
Ghosal et al. (1977) |
Ocimum gratissimum, C. citratus |
Phytophthora palmivora |
Awuah (1994); Fagan et al. (1999) |
Xylopia aethiopica, Monodera myrstica, A. gratissimum |
Ustilago maydis, C. lunata, Rhizopus sp. Ustilaginoidea virens |
Awuah (1989) |
Chenopodium ambrosioides |
R. solani, S. rolfsii, Hemileia vastatrix, Uromyces appendiculatus |
Kishore et al. (1989); Ferracini e Melo (1990); Schnepfleitner et al. (1996) |
Lippia alba, C. ambrosioides |
R. solani, C. gloeosporioides, H. vastatrix, U. appendiculatus |
Dubey e Kishore (1987); Santos e Pascholati (1996); Schnepfleitner et al. (1996) |
Lippia sidoides |
Macrophomina phaseolina, C. gloeosporioides, F. oxysporum |
Pessoa et al. (1996); Schnepfleitner et al. (1996) |
Taxus brevifolia |
Phytophthora spp., Pythium spp., |
Wagner e Flores (1994) |
Vernonia scorpioides |
Penicillium citrinum, A. alutaceus |
Freire et al. (1996) |
Chamaecyparis pisifera v. plumosaa |
Pyricularia oryzae |
Kobayashi et al. (1987) |
Glycine max, Cicer arietinum |
P. digitatum, |
Krämer et al. (1984) |
Eupatorium riparium |
Colletotrichum gloeosporioides |
Bandara et al. (1992) |
Reynoutria sachalinensis |
Sphaerotheca fuliginea |
Daayf et al. (1995) |
Hydrilla verticillata |
F. culmorum |
Hipskind et al. (1992) |
Tagetes minuta, Vernonia comdensata, V. polyanthes |
H. vastatrix, C. gloeosporioides, B. cinerea, |
Catarino et al. (1990a, 1990b) |
Piper aduncum |
Crinipellis perniciosa |
Bastos (1997) |
Astronium urundeuva, Annacardium occidentale |
A. niger, A. flavus, Fusarium spp., Rhizoctonia sp. |
Coutinho et al. (1996) |
Copaifera reticulata |
F. moniliforme, |
Diniz et al. (1996) |
Syzygium jambos |
Puccinia psidii |
Tessmann et al. (1991) |
Quassia sp., |
F. moniliforme, R. solani, S. sclerotiorum |
Sadi et al. (1990) |
Bioensaios
Diversas metodologias têm sido propostas para verificar ou realizar o screening inicial de extratos vegetais com atividade antimicrobiana. Esterilizações desses extratos por calor úmido (autoclavagem) ou por métodos físicos (esterilização por filtração) antes de sua incorporação em meio de cultivo, bem como o efeito da adição de antioxidantes aos mesmos, têm sido observados.
Obtenção de extrato bruto aquoso
Na obtenção de extrato bruto (EB), folhas frescas das plantas medicinais são trituradas em água destilada, por 1 minuto, em liquidificador. Os homogeneizados são filtrados em gaze e em papel de filtro (retenção de partículas de 8 µm ou 11 µm), obtendo-se então os EBs. No caso de preparos de meio para cultivo de fungos, como meio BDA (batata-dextrose-ágar), o material vegetal pode ser triturado diretamente no caldo de batata, obtendo-se posteriormente diferentes concentrações a partir de diluições com o próprio caldo.
Obtenção de óleos essenciais e hidrolatos
Os óleos essenciais são obtidos por arraste com vapor de água, por exemplo, a partir de folhas secas ao ar. Os hidrolatos, ou águas destiladas, são produtos secundários à preparação dos óleos essenciais, possuem grande quantidade de princípios voláteis, como ácidos, aldeídos e aminas, e podem conter de 0,05 g a 0,2 g de óleo essencial por litro (TESKE; TRENTINI, 1997).
Obtenção de tinturas
A tintura vegetal, com 1/5 de seu peso em erva seca, é obtida por maceração das folhas (100 g) em álcool etílico 50o G.L. (400 mL) por 7 dias em geladeira. Posteriormente, a tintura etanólica é filtrada em gaze e em papel filtro até 11 µm. O álcool é removido da tintura por rotoevaporação a 75 oC sob vácuo, obtendo-se uma pasta escura da qual são preparadas diluições.
Atividade antifúngica
Germinação de esporos
Para o teste de inibição utilizando extratos, uma alíquota de 40 µL da suspensão de esporos (1 x 105 conídios mL-1) e outra de 40 µL dos extratos brutos aquosos, hidrolatos ou tinturas das plantas medicinais, esterilizados por autoclavagem a 120 oC e 1 atm por 1 hora, ou em filtros com 0,45 µm de diâmetro de poro, são colocadas juntas em lâmina de microscopia revestida por uma camada delgada de poliestireno (MERCURE et al., 1994), ou então por uma camada de ágar-água 1%. Para facilitar a filtração, os extratos das plantas podem ser centrifugados a 6.000 rpm para eliminação dos restos celulares. As lâminas recobertas por poliestireno são obtidas por sua imersão em solução contendo o polímero, uma placa de Petri de poliestireno com 90 mm de diâmetro, dissolvido em 50 mL de acetato de amila. No segundo caso, as lâminas recebem cerca de 1.000 µL de ágar-água 1% autoclavado. Essas lâminas são colocadas em câmara úmida, placas de Petri com papel de filtro umedecido com água destilada no fundo, e incubadas nas condições ambientais desejadas, conforme o microrganismo em estudo. As porcentagens de germinação de esporos e formação de apressórios são determinadas em média 20 horas após o início do experimento dependendo novamente do microrganismo em estudo, por meio do emprego de 100 µL de azul algodão de lactofenol por lâmina, para paralisar a germinação, e observação ao microscópio ótico. Podem ser considerados como germinados os esporos cujos comprimentos dos tubos germinativos forem iguais ou maiores ao menor diâmetro do esporo.
Outro procedimento que pode ser adotado para este tipo de ensaio é o uso de placas de teste Elisa (BONALDO et al., 2004; REGENTE et al., 1997). Cada pocinho da placa recebe 40 μL da suspensão de esporos e 40 μL da respectiva concentração do tratamento. Após o período adequado de incubação, dependendo da espécie fúngica, são determinados a porcentagem de esporos germinados e o tamanho médio dos tubos germinativos.
Em trabalhos envolvendo óleo essencial, 100 µL de cada tratamento e 100 µL de suspensão de esporos (105 conídios mL-1) são colocados na superfície de placas de Petri contendo ágar-água (1%), espalhados com alça de Drigalsky e incubados nas condições adequadas. A germinação dos esporos é determinada como mencionado anteriormente.
Crescimento micelial
Extrato aquoso, hidrolato ou tintura das plantas medicinais são incorporados em meio de cultivo BDA em diferentes concentrações e autoclavados a 120 oC e 1 atm por 20 minutos. Também podem ser esterilizados por filtração e incorporados no meio autoclavado e semifundente a 45 oC. Uma hora após o meio ter sido vertido em placas de Petri, um disco de 8 mm de diâmetro contendo micélio dos fungos com 14 dias de idade é repicado para o centro de cada placa, que é vedada com filme plástico e incubada nas condições desejadas. São realizadas medições diárias do diâmetro das colônias, em média 2 medidas diametralmente opostas, iniciando-se 24 horas após a instalação do experimento e perdurando até o momento em que as colônias fúngicas atinjam 2/3 da superfície do meio de cultura.
Óleos essenciais previamente esterilizados por filtração podem ser diluídos em metanol e adicionados em frascos de 50 mL contendo 10 mL de meio de cultura Saboraud, de forma a se obter diferentes concentrações. Os frascos-controle recebem a mesma dose de metanol puro utilizado em cada tratamento. Os frascos são selados com filme plástico e mantidos em agitação por tempo e temperatura apropriados. O micélio é obtido por filtração, e o peso seco determinado após secagem a 65 oC até peso constante.
Esporulação
Ao término do teste de inibição de crescimento micelial, é avaliada a esporulação de cada colônia. Para isso, é preparada uma suspensão de esporos pela adição de 10 mL de água destilada na placa, raspagem da colônia com bastão de vidro e filtragem em gaze, sendo determinado o número de esporos mL-1 em câmara de Neubauer ao microscópio óptico. Posteriormente é determinado o número de esporos produzidos por cm2 de cada colônia fúngica.
Atividade antibacteriana
Crescimento bacteriano
No caso de bactérias, 100 μL de suspensão bacteriana contendo 108 UFC mL-1 obtida de colônias jovens (de 24 horas a 48 horas de cultivo) são transferidos para tubos de ensaio contendo meio caldo nutriente com as respectivas concentrações de extrato, hidrolato, tintura ou óleo essencial. Após 48 horas de incubação sob agitação, é estimado o crescimento bacteriano pela determinação da absorbância a 580 nm em espectrofotômetro.
Antibiogramas
Outra forma de avaliação da atividade antibacteriana é por meio de bioautografia ou teste de difusão. Para tanto, suspensão de células bacterianas, com 24 horas de crescimento e ajustada para 1 x 108 UFC mL-1, é colocada sobre a superfície de um meio de cultura sólido e apropriado para a espécie em estudo. A suspensão bacteriana pode também ser adicionada ao meio semifundente a 45 oC – pour plate technique – imediatamente antes da sua deposição nas placas de Petri. Discos de papel de filtro de 6 mm de diâmetro e impregnados com 15 µL a 20 µL das soluções a serem testadas são colocados sobre a superfície do meio contendo o microrganismo. Após 18 horas a 24 horas de incubação sob temperatura apropriada, as placas podem ser observadas, avaliando-se o diâmetro de inibição ao redor de cada disco (NOSTRO et al., 2000).
Esses métodos podem também ser utilizados para estudos com fungos leveduriformes (SAWAYA et al., 2002).
Extratos de plantas medicinais
Artemisia camphorata
Com o objetivo de realizar o controle alternativo de Bipolaris sorokiniana em plantas de trigo, Franzener et al. (2003) utilizaram extrato aquoso (EA) de Artemisia camphorata (cânfora) em bioensaios. Utilizou-se EA em concentrações de 1%, 5%, 10%, 15%, 20%, 25% e 50%, autoclavado ou não, com ou sem adição de antioxidante (Na2SO3 – 0,25%). Com relação aos dados in vitro, o extrato aquoso de cânfora a 50% causou inibição de 39% no crescimento micelial, sendo que a 10% já inibiu completamente a esporulação. O EA não autoclavado inibiu em 20% a germinação de esporos enquanto o EA autoclavado não causou inibição, indicando a presença de compostos fungitóxicos termolábeis. A incorporação de antioxidante ao EA favoreceu a inibição da germinação de esporos. Alguns desses dados podem ser observados nas Tabelas 2 e 3.
Tabela 2. Inibição in vitro do crescimento micelial e da esporulação de Bipolaris sorokiniana em função do tratamento com extrato bruto aquoso autoclavado de Artemisia camphorata (cânfora). |
||
Tratamento |
Inibição (%) |
|
Crescimento micelial |
Esporulação |
|
Controle (BDA) |
0 |
0 |
EA 1% |
0 |
0 |
EA 5% |
9 |
80 |
EA 10% |
13 |
100 |
EA 15% |
19 |
100 |
EA 20% |
25 |
100 |
EA 25% |
31 |
100 |
EA 50% |
39 |
100 |
Tabela 3. Inibição in vitro da germinação de esporos de Bipolaris sorokiniana em função do tratamento com extrato bruto aquoso de Artemisia camphorata (cânfora), autoclavado ou não autoclavado, e contendo ou não antioxidante. |
||||
Tratamento |
Inbição da germinação (%) |
|||
Com antioxidante(1) |
Sem antioxidante(1) |
|||
Auto- |
Não autoclavado |
Auto- |
Não autoclavado |
|
Controle (H2O) |
0 |
0 a(3) |
0 |
0 a |
EA 1%(2) |
0 |
2 b |
0 |
1 a |
EA 15%(2) |
0 |
14 c |
0 |
6 b |
EA 20%(2) |
0 |
20 d |
0 |
11 c |
(1) Antioxidante: 0,25% de sulfito de sódio anidro (Na2SO3). (2) Concentração do extrato bruto aquoso (EA) de A. camphorata. (3) Médias seguidas de mesma letra na coluna não diferem entre si pelo teste de Tukey (p ≥ 1%). |
Para o controle alternativo em pós-colheita da antracnose da banana, foram realizados ensaios para avaliar o crescimento micelial e a esporulação in vitro do fungo Colletotrichum musae na presença de extratos da planta medicinal A. camphorata (cânfora), nas concentrações de 1%, 5%, 10%, 15%, 20% e 25%. Os resultados indicaram inibição do crescimento micelial em 41% e da esporulação em 86% (Tabela 4) (CARRÉ et al., 2006).
Tabela 4. Crescimento micelial in vitro e esporulação de Colletotrichum musae em função do tratamento com extrato aquoso de Artemisia camphorata. |
||
Tratamento |
Crescimento micelial |
Esporulação |
EA 1% |
19,4 |
10,3 |
EA 5% |
19,2 |
10,4 |
EA 10% |
16,7 |
3,1 |
EA 15% |
15,4 |
2,9 |
EA 20% |
14,3 |
3,3 |
EA 25% |
13,6 |
2,5 |
Controle(2) |
22,9 |
38,1 |
(1) Valores da área de crescimento micelial e esporulação obtidos 6 dias após a repicagem do fungo. (2) Controle: BDA + 0,25% de Na2SO3 (antioxidante). Fonte: Carré et al. (2006). |
Curcuma longa
A cúrcuma é uma planta da família Zingiberaceae, originária do Sudeste Asiático. O interesse econômico da cultura está baseado nos principais componentes qualitativos dos rizomas: corante curcumina e óleos essenciais (CECÍLIO FILHO, 1996).
Utilizada já desde a antiguidade na medicina e gastronomia do oriente, a cúrcuma vem se tornando importante atualmente no combate a vários problemas de saúde humana, podendo-se destacar alguns efeitos de seus componentes, como anti-inflamatório (ARAÚJO; LEON, 2001), antioxidante (LEAN; MOHAMED, 1999), atividade antiprotozoário (ARAÚJO et al., 1998, 1999), atividade antibacteriana (UECHI et al., 2000), atividade antifúngica (APISARIYAKUL et al., 1995) e atividade antinematoide (ARAÚJO; LEON, 2001). Outros trabalhos também relatam que a cúrcuma promove benefícios como a inibição do vírus da imunodeficiência humana Tipo-1 (MAZUMDER et al., 1995), além de possuir atividades antitumorígena, anticarcinogênica (LIN; LIN-SHIAU, 2001) e antimutagênica (ARAÚJO; LEON, 2001). As ações citadas estão ligadas a uma série de compostos produzidos pela planta, sendo sua maioria produtos do metabolismo secundário.
O uso de extrato de cúrcuma para o controle de fitopatógenos é relatado por Saju et al. (1998) que determinaram a atividade fungistática in vitro contra Colletrotricum gleosporioides, Sphaceloma cardamoni, Pestalotia palmarum, Rhizoctonia solani, Aspergillus sp. e Fusarium sp. Singh e Rai (2000) verificaram fungitoxicidade no extrato de cúrcuma in vitro contra Fusarium udum. Raja e Kurucheve (1998) obtiveram uma redução no crescimento in vitro de Macrophomina phaseolina com extrato de cúrcuma.
Controle de X. axonopodis pv. manihotis
Kuhn et al. (2006) avaliaram o controle in vitro de X. axonopodis pv. manihotis mediante o uso de extrato aquoso de quatro genótipos de cúrcuma provenientes de cultivos de Jaboticabal, SP, Mara Rosa, GO, Maringá, PR e Mercedes, PR. O extrato de cúrcuma causou inibição completa do crescimento da bactéria na concentração de 10% para o material proveniente de Mercedes, enquanto que para a cúrcuma de Jaboticabal houve controle total a 15%, e de Mara Rosa a 20% (Tabela 5). A cúrcuma proveniente de Maringá não inibiu completamente o crescimento em nenhuma das concentrações utilizadas.
Tabela 5. Crescimento de X. axonopodis pv. manihotis, expresso em unidades formadoras de colônias (106 UFC mL-1), em presença de diferentes concentrações do extrato bruto aquoso de quatro genótipos de C. longa (cúrcuma). |
||||||
Genótipo |
Concentração do extrato |
|||||
0 |
1% |
5% |
10% |
15% |
20% |
|
Mara Rosa |
76,61 a (+) |
68,00 ab(+) |
37,20 a (+) |
11,32 a (–) |
14,27 a (–) |
0,00 b (–) |
Jaboticabal |
76,54 a (+) |
71,60 a (+) |
23,87 b (+) |
5,79 b (–) |
0,00 c (–) |
0,00 b (–) |
Maringá |
73,05 a (+) |
72,97 a (+) |
38,53 a (+) |
14,45 a (–) |
3,40 b (–) |
0,40 a (–) |
Mercedes |
74,02 a (+) |
62,06 b (+) |
8,26 c (–) |
0,00 c (–) |
0,00 c (–) |
0,00 b (–) |
Testemunha(1) |
16,42 |
|||||
Médias nas colunas, seguidas de letras distintas, indica diferença pelo teste de Tukey a 1%. (+) Indica diferença significativa da testemunha, sendo superior a esta. (–) Indica diferença significativa da testemunha, sendo inferior a esta. (1)Testemunha: antibiótico (22,5 mg L-1 de oxitetraciclina + 225 mg L-1 de estreptomicina). Fonte: Kuhn et al. (2006). |
Controle de Alternaria solani
Balbi-Peña et al. (2006), com o objetivo de avaliar a atividade fungitóxica in vitro de extratos de cúrcuma e soluções de curcumina contra A. solani, utilizou extratos brutos aquosos (EB) de rizomas de cúrcuma, esterilizados por autoclavagem, nas concentrações de 1%, 5%, 10% e 20%, e de curcumina nas concentrações de 50 mg L-1, 100 mg L-1, 200 mg L-1 e 400 mg L-1. Esses extratos foram incorporados em meio BDA para avaliação do crescimento micelial e esporulação do fungo. Para avaliar o efeito da autoclavagem, foram testados extratos de cúrcuma a 10% e 15% esterilizados por filtração. Foi testado também o efeito dos extratos de cúrcuma autoclavados e não autoclavados e da curcumina na germinação de esporos in vitro. Os extratos de cúrcuma a 10% e 15% não autoclavados inibiram em 38% e 23%, respectivamente, o crescimento micelial, e 72% e 87%, respectivamente, a esporulação do fungo. Quando autoclavados não apresentaram inibição do crescimento micelial nem da germinação de esporos, e a inibição da esporulação foi menor, indicando a presença de compostos antimicrobianos termolábeis. O extrato não autoclavado na concentração de 5% inibiu em até 15% a germinação de esporos. A curcumina inibiu o crescimento micelial em 30% na maior concentração testada. Não foi verificado efeito da curcumina sobre a esporulação e sobre a germinação de esporos in vitro. Alguns desses resultados podem ser observados nas Tabelas 6 e 7.
Tabela 6. Efeito do extrato bruto de C. longa, esterilizado por filtração, sobre o crescimento micelial (CM) e a esporulação in vitro de A. solani. |
||
Tratamento |
Inibição de CM (1) |
Inibição de esporulação (%) |
Controle (apenas BDA) |
0,c |
0 b |
Extrato bruto 10% |
38,2 a |
71,7 a |
Extrato bruto 15% |
23,2 b |
87,1 a |
CV (%) |
21,4 |
18,1 |
(1) Médias na coluna seguidas da mesma letra não diferem entre si, pelo teste de Tukey, em 5% de probabilidade. Fonte: Balbi-Peña et al. (2006). |
Tabela 7. Efeito de curcumina sobre o crescimento micelial (CM) in vitro de A. solani. |
||
Tratamento |
Inibição de CM |
Inibição de CM descontando-se o efeito do etanol (%) |
Controle 1(1) |
0 |
0 |
Controle 2(2) |
55,22 |
0 |
Curcumina 50 mg L-1 |
62,43 |
7,21 |
Curcumina 100 mg L-1 |
60,46 |
5,24 |
Curcumina 200 mg L-1 |
77,06 |
21,84 |
Curcumina 400 mg L-1 |
84,71 |
29,49 |
Equações de regressão R2 |
57,889 + 0,0708x 0,8809 |
2,739 + 0,0706x 0,883 |
(1) Apenas BDA. (2) BDA + 4% de etanol. Fonte: Balbi-Peña et al. (2006). |
A curcumina apresentou valores de EC50 estimados em 669,42 mg L-1 sobre o crescimento micelial de A. solani. Esses valores permitem classificá-la como uma substância química de pouca ação fungitóxica, pois, segundo os níveis de toxidez para fungos estabelecidos por Edgington et al. (1971), compostos com EC50 > 50 µg mL-1 podem ser considerados como pouco fungitóxicos.
Em relação à ação da curcumina sobre a esporulação in vitro, o único efeito verificado foi em virtude do etanol utilizado como solvente. Também não houve efeito da curcumina na germinação de esporos in vitro. Desse modo, a curcumina não estaria interferindo na etapa de infecção, ou seja, penetração do fungo na planta, podendo estar atuando por meio de outros mecanismos em etapas posteriores do ciclo das relações patógeno-hospedeiro, como na colonização.
Eucalyptus citriodora
Com o objetivo de verificar o potencial de E. citriodora no controle alternativo de antracnose em pepino, extrato aquoso (EA) dessa essência florestal, autoclavado ou não autoclavado, nas concentrações de 0%,1%, 1%, 5%, 10%, 15%, 20% e 25% foi utilizado por Bonaldo et al. (2004) nos seguintes ensaios: indução de fitoalexinas em mesocótilos estiolados de sorgo e em cotilédones de soja; fungitoxicidade in vitro sobre conídios de Colletotrichum lagenarium; e indução de resistência local ou sistêmica em plantas de pepino. Água foi utilizada como tratamento-controle. Com relação aos ensaios antimicrobianos in vitro, houve inibição total na germinação de esporos e formação de apressórios de C. lagenarium em concentrações de 20% e 1% do EA autoclavado, respectivamente. Para o extrato não autoclavado, houve 75% de inibição da germinação de esporos em 25% do EA e inibição total da formação de apressórios em 15% do EA. Alguns desses resultados podem ser observados na Tabela 8.
Tabela 8. Médias estimadas da germinação de esporos e formação de apressórios de Colletotrichum lagenarium em diferentes concentrações de extrato aquoso autoclavado e não autoclavado de Eucalyptus citriodora. |
||||
Concentração (%) |
Germinação (%) |
Formação de apressórios (%) |
||
Autoclavado |
Não autoclavado |
Autoclavado |
Não autoclavado |
|
0,1 |
99,0 a+ |
95,0 b+ |
30,3 a+ |
19,0 b– |
1 |
98,0 a+ |
98,5 a+ |
0,0 b– |
4,6 a– |
5 |
6,1 b– |
96,5 a+ |
0,3 b– |
5,3 a– |
10 |
4,0 b– |
50,5 a– |
0,0 b– |
4,6 a– |
15 |
1,9 b– |
41,9 a– |
0,0 a– |
0,0 a– |
20 |
0,5 b– |
30,9 a– |
0,0 a– |
0,6 a– |
25 |
0,0 b– |
25,0 a– |
0,0 a– |
0,4 a– |
Testemunhas |
92 |
27 |
||
C.V. (%) |
8,0 |
37,5 |
||
Médias seguidas da mesma letra na linha, por característica, não diferem entre si pelo teste F em nível de 10% de probabilidade. Médias seguidas por (+) e por (-) diferem e são superiores e inferiores, respectivamente, da testemunha absoluta, em nível de 10% de probabilidade pelo teste t de Student. Fonte: Bonaldo et al. (2004). |
Zingiber officinale
O Z. officinale (gengibre), pertencente também à família Zingiberaceae, apresenta potencial de controle de fungos fitopatogênicos. Rodrigues et al. (1999) avaliaram o potencial fungitóxico do gengibre em Alternaria solani, A. alternata, Sclerotium rolfsii, Rhizoctonia solani e Colletotrichum graminicola. In vitro, verificou-se a inibição do crescimento micelial dos fungos pelos extratos brutos nas concentrações acima de 5% e pelos óleos essenciais nas alíquotas acima de 20 µL. Em casa de vegetação, estudou-se o efeito da irrigação do extrato bruto (caldo), água aromatizada e adição de resíduo sobre a emergência, altura das plantas e pesos úmido e seco de parte aérea e raiz de feijoeiro plantado em solo infestado com S. rolfsii. A irrigação com caldo e a cobertura morta proporcionaram plântulas com altura e pesos superiores à testemunha.
Ocimum gratissimum
O gênero Ocimum é formado por aproximadamente 30 espécies, das quais 16 são originárias da África, sendo cultivado com frequência na Europa e América por suas propriedades aromáticas e medicinais. Sua área de distribuição engloba regiões tropicais e subtropicais (ALBUQUERQUE; ANDRADE, 1998). No Brasil, a espécie O. gratissimum é também conhecida por alfavaca. O gênero é representado por duas espécies amplamente distribuídas em todo território brasileiro: a variedade O. gratissimum e a variedade O. macrophyllum, ambas apresentando notável variação, especialmente no que se refere à morfologia foliar (ALBUQUERQUE et al., 1998). O óleo essencial obtido dessa planta possui atividade antimicrobiana e anti-helmíntica, tendo grupos com grande potencial como fonte alternativa de geraniol para uso nas indústrias de perfume e aroma. No entanto, reconhecem-se três grupos químicos, baseados no principal constituinte do óleo essencial: eugenol, timol e citral. O estudo farmacognóstico dessa espécie evidenciou também a presença de aminas, esteroides e triterpenoides, fenóis, flavonoides, açúcares redutores, saponinas e quinonas (ALBUQUERQUE et al., 1998; GARCÍA et al., 1998), além de óleo essencial.
Rodrigues et al. (2006) estudaram o efeito do extrato bruto aquoso de O. gratissimum sobre o crescimento micelial de Bipolaris sorokiniana, isolado de sementes de trigo, nas concentrações de 1%, 5%, 10%, 15%, 20% e 50% (m/v), sendo esterilizado por autoclavagem (Ebaa) a 121 °C por 20 minutos ou distribuído na superfície do BDA, com auxílio de alça de Drigalsky, após esterilização por filtração (Ebaf) em membrana com 0,2 µm de diâmetro de poro. O tratamento-controle consistiu de meio BDA. Nos tratamentos com Ebaa, ocorreu inibição do crescimento micelial em todas as concentrações testadas e, quando se utilizou o Ebaf, a maior inibição (30%) ocorreu apenas na concentração de 50% (Tabela 9). Com relação à esporulação, o Ebaa inibiu a produção de esporos a partir da concentração de 10%, e no Ebaf a esporulação foi sempre inferior à testemunha (controle).
Tabela 9. Inibição do crescimento micelial (%) e esporulação de B. sorokiniana em diferentes concentrações do extrato bruto de O. gratissimum (%) autoclavado e esterilizado por filtração em Millipore. |
||||
Tratamento |
Inibição (%) |
|||
Crescimento micelial |
Esporulação |
|||
Ebaa |
Ebaf |
Ebaa |
Ebaf |
|
Controle (BDA) |
0 |
0 |
0 |
0 |
Extrato de O. gratissimum 1% |
35 |
20 |
50 |
50 |
Extrato de O. gratissimum 5% |
50 |
25 |
90 |
90 |
Extrato de O. gratissimum 10% |
100 |
23 |
100 |
92 |
Extrato de O. gratissimum 15% |
95 |
23 |
100 |
92 |
Extrato de O. gratissimum 20% |
95 |
25 |
100 |
92 |
Extrato de O. gratissimum 50% |
100 |
30 |
100 |
92 |
Ebaa - Extrato bruto aquoso autoclavado; Ebaf - Extrato bruto aquoso esterilizado por filtração. Fonte: Rodrigues et al. (2006). |
Rosmarinus officinalis e Lippia alba
Gasparin et al. (2000) utilizaram extrato bruto aquoso de L. alba, erva cidreira brasileira, e R. officinalis, alecrim, isoladamente ou em mistura nas concentrações de 5%, 10%, 15%, 20%, 25% e 50%, esterilizado por autoclavagem para verificar o efeito sobre o crescimento micelial dos isolados de Colletotrichum graminicola, Alternaria alternata, Phytophthora sp., Rhizoctonia solani e Sclerotium rolfsii. O ensaio in vitro (Tabela 10) indicou que, em relação ao extrato bruto de alecrim, houve maior inibição na concentração de 50% para os isolados estudados, com exceção de A. alternata, em que a inibição foi maior nas concentrações de 10% a 15%. Com relação ao extrato bruto de erva cidreira, os fungos S. rolfsii, A. alternata e R. solani apresentaram inibição do crescimento micelial na concentração de 50%, o que não ocorreu com C. graminicola, para o qual os melhores resultados estavam nas concentrações acima de 10%, e de Phytophthora sp., em que a inibição ocorreu na concentração de 15%. Quando em presença da mistura dos extratos, os resultados obtidos mostraram que ocorreu inibição no crescimento micelial de C. graminicola, A. alternata e S. rolfsii na concentração de 50%, enquanto que para R. solani e Phytophthora sp. a inibição foi maior nas concentrações de 25% e 15%, respectivamente.
Tabela 10. Efeito dos extratos brutos das folhas de Lippia alba e de Rosmarinus officinalis, isoladamente ou em mistura, no crescimento micelial in vitro de fungos fitopatogênicos. |
||||||
Planta medicinal |
Concentração(1) (%) |
Inibição do crescimento micelial (%)(2) |
||||
C. graminicola |
A. alternata |
R. solani |
S. rolfsii |
Phytophthora |
||
L. alba |
1 |
20 |
0 |
20 |
0 |
0 |
5 |
75 |
0 |
28 |
0 |
12 |
|
10 |
85 |
0 |
35 |
8 |
12 |
|
15 |
85 |
8 |
35 |
8 |
98 |
|
20 |
85 |
5 |
35 |
10 |
42 |
|
25 |
85 |
5 |
35 |
12 |
42 |
|
50 |
88 |
10 |
55 |
55 |
22 |
|
R. officinalis |
1 |
55 |
18 |
25 |
25 |
30 |
5 |
75 |
32 |
35 |
65 |
70 |
|
10 |
82 |
45 |
42 |
90 |
82 |
|
15 |
85 |
50 |
50 |
88 |
72 |
|
20 |
85 |
45 |
52 |
89 |
72 |
|
25 |
85 |
45 |
52 |
92 |
72 |
|
50 |
92 |
45 |
70 |
95 |
90 |
|
L. alba + R. officinalis |
1 |
5 |
25 |
5 |
8 |
35 |
5 |
35 |
35 |
18 |
22 |
15 |
|
10 |
70 |
42 |
18 |
28 |
35 |
|
15 |
70 |
45 |
20 |
30 |
95 |
|
20 |
58 |
45 |
20 |
50 |
60 |
|
25 |
80 |
45 |
32 |
60 |
40 |
|
50 |
80 |
50 |
50 |
98 |
40 |
|
(1) Concentração: peso fresco/volume. (2) Resultados obtidos após oito dias de avaliação. Fonte: Gasparin et al. (2000). |
Achillea millefolium e Artemisia absinthium
Rizzati et al. (2000) verificaram o efeito do extrato bruto aquoso de A. millefolium, mil-folhas, e de A. absinthium, losna, isolados ou em mistura, nas concentrações de 5%, 10%, 15%, 20%, 25% e 50%, sobre o crescimento micelial in vitro dos fungos Alternaria sp. (isolado de folhas de cafeeiro), Alternaria alternata, A. steviae e A. solani. Na presença do extrato bruto de mil-folhas (Tabela 11), houve crescimento micelial de todos os isolados, sendo que A. solani apresentou crescimento igual ou superior à testemunha. O extrato bruto de losna não inibiu o crescimento micelial de Alternaria solani e de Alternaria sp. Em A. steviae, a maior inibição ocorreu na concentração de 50%. A. alternata apresentou uma redução no crescimento micelial em cerca de 20% em todas as concentrações testadas. Na mistura dos extratos, a inibição foi menor do que quando se utilizou os extratos separadamente, não havendo efeito inibitório no crescimento micelial de A. solani, enquanto que para os demais isolados a maior inibição foi em torno de 20% do crescimento micelial.
Tabela 11. Efeito dos extratos brutos das folhas de Achillea millefolium, mil-folhas, e de Artemisia absinthium, losna, isoladamente e em mistura, no crescimento micelial in vitro de Alternaria spp. |
||||
Planta medicinal |
Concentração(1) (%) |
Inibição do crescimento micelial (%)(2) |
||
Alternaria sp. |
A. alternata |
A. steviae |
||
A. millefolium |
5 |
10 |
3,0 |
0 |
10 |
50 |
2,0 |
15 |
|
15 |
40 |
1,8 |
27 |
|
20 |
35 |
1,8 |
25 |
|
25 |
35 |
2,0 |
25 |
|
50 |
35 |
5,7 |
10 |
|
A. absinthium |
5 |
0 |
25 |
4,5 |
10 |
0 |
25 |
2 |
|
15 |
0 |
25 |
8 |
|
20 |
0 |
20 |
5 |
|
25 |
0 |
18 |
15 |
|
50 |
0 |
20 |
18 |
|
A. millefolium + A. absinthium |
5 |
5 |
2 |
0 |
10 |
5 |
3,5 |
0 |
|
15 |
12 |
15 |
15 |
|
20 |
8 |
3,5 |
2 |
|
25 |
20 |
8 |
0 |
|
50 |
20 |
20 |
18 |
|
(1) Concentração: peso fresco/volume. (2) Resultados obtidos após oito dias de avaliação. Fonte: Rizzati et al. (2000). |
Outros exemplos
A seguir são apresentados exemplos em que várias plantas foram testadas conjuntamente.
Para controle de Pseudomonas syringae pv. lachrymans em pepino, Becker (2003) realizou ensaios preliminares in vitro, bem como tratamentos in vivo em área de cultivo orgânico e protegido. Foram testados os extratos aquosos das plantas medicinais alecrim (Rosmarinus officinalis), mil-folhas (Achillea millefolium), capim-limão (Cymbopogon citratus), carqueja (Baccharis trimera) e cavalinha (Equisetum sp.), os quais foram incorporados nas concentrações de 5%, 10%, 15%, 20%, 25% e 30% em meio de cultura líquido e autoclavado. Os resultados podem ser observados na Tabela 12.
Tabela 12. Crescimento in vitro (x108 UFC mL-1) de P. syringae pv. lachrymans na presença de extratos brutos de plantas medicinais. |
||||||
Planta medicinal |
Concentração do EBA (%)(1) |
|||||
5 |
10 |
15 |
20 |
25 |
30 |
|
Capim-limão |
38,42 b(+) |
20,84 b(+) |
8,42 d(+) |
0 e(–) |
0 d(–) |
0 d(–) |
Mil-folhas |
26,17 b(+) |
64,48 a(+) |
36,90 c(+) |
55,29 c(+) |
95,60 b(+) |
105,76 b(+) |
Alecrim |
75,13 a(+) |
76,02 a(+) |
187,38 a(+) |
251,85 a(+) |
306,83 a(+) |
285,45 a(+) |
Cavalinha |
26,41 b(+) |
27,36 b(+) |
29,39 c(+) |
21,64 d(+) |
23,25 c(+) |
22,33 c(+) |
Carqueja |
__ (3) |
15,24 b(+) |
73,77 b(+) |
162,52 b(+) |
0 d(–) |
0 d(–) |
Testemunha(2) |
1,53 |
|||||
Meio de cultura |
49,00 |
|||||
C.V. (%) |
14,85 |
|||||
(1) Concentração do extrato bruto aquoso das plantas medicinais em percentual. (2) Testemunha: antibiótico Agrimicina (0,75 g mL-1). (3) Não avaliado. Médias na coluna seguidas de letras distintas indica diferença pelo teste de Tukey em nível de 5% de probabilidade; (+) e (-) indicam diferença significativa da testemunha com antibiótico, sendo superior ou inferior a esta, respectivamente. Fonte: Becker (2003). |
Stangarlin et al. (1999) realizaram trabalho com óleos essenciais obtidos de Baccharis trimera (carqueja), Ruta graveolens (arruda) e Ocimum basilicum (manjericão) envolvendo vários isolados de fungos fitopatogênicos. Houve 100% de inibição do crescimento micelial dos fungos testados em todas as alíquotas do óleo de manjericão. Em óleo de carqueja (Tabela 13), houve crescimento de todos os fungos até a alíquota de 100 µL e inibição de 100% para as demais alíquotas (500 µL e 1.000 µL). Em óleo de arruda, apenas A. alternata apresentou crescimento micelial até a alíquota de 40 µL (inibição de 74%), havendo inibição de 100% no crescimento nas demais alíquotas.
Tabela 13. Efeito in vitro do óleo essencial das plantas medicinais Baccharis trimera (carqueja) e Ruta graveolens (arruda) sobre o crescimento micelial dos fungos fitopatogênicos Rhizoctonia solani, Sclerotium rolfsii, Alternaria alternata e Phytophthora sp. |
|||||
Planta medicinal |
Alíquota (μL) |
Inibição do crescimento micelial (%)(1) |
|||
R. solani |
S. rolfsii |
A. alternata |
Phytophthora sp. |
||
B. trimera |
20 |
75 |
77 |
76 |
76 |
40 |
80 |
85 |
85 |
85 |
|
100 |
82 |
95 |
95 |
95 |
|
R. graveolens |
20 |
100 |
100 |
45 |
100 |
40 |
100 |
100 |
74 |
100 |
|
(1) Avaliação realizada 3 dias após o início do experimento para R. solani e S. rolfsii, 4 dias após para Phytophthora sp. e 5 dias após para A. alternata. O valor de inibição é em relação ao diâmetro da colônia fúngica obtida no tratamento-controle. Fonte: Stangarlin et al. (1999). |
Röder (2003), com o objetivo de estudar um método alternativo, por meio do uso de diferentes produtos naturais, para o controle de Monilinia fructicola em pêssego e de Rhizopus nigricans em morango, em pós-colheita, utilizou os seguintes tratamentos: testemunha (sem controle), benomyl (60 g/100 mL água), biomassa cítrica e óleo de nim nas concentrações de 0,1%; 0,25% e 0,5% e extratos aquosos de alecrim (Rosmarinus officinalis) e arruda (Ruta graveolens) nas concentrações de 1%, 10% e 20%). Serão apresentados aqui apenas os dados do ensaio in vitro com M. fructicola (Tabela 14).
Tabela 14. Efeito de diferentes produtos naturais no crescimento micelial e na esporulação in vitro de Monilinia fructicola. |
|||||
Tratamento |
Ø da colônia |
Média de Ø colônia (cm) |
Esporulação |
Média de esporulação |
|
Químico(1) |
0,00 |
0,00 a(5) |
0,00 |
0,00 b5 |
|
Testemunha(2) |
9,00 |
9,00 d |
0,83 |
0,83 a |
|
Extrato de alecrim |
1% |
8,50 |
0,47 |
||
10% |
9,00 |
7,91 d |
0,67 |
0,38 a |
|
20% |
6,23 |
0,00 |
|||
Extrato de arruda |
1% |
7,50 |
0,60 |
||
10% |
3,83 |
4,83 c |
0,83 |
0,53 a |
|
20% |
3,17 |
0,17 |
|||
Ecolife(3) |
0,1% |
1,57 |
0,29 |
||
0,25% |
0,57 |
0,71 a |
0,17 |
0,15 b |
|
0,50% |
0,00 |
0,00 |
|||
Nim(4) |
0,1% |
4,77 |
0,43 |
||
0,25% |
2,98 |
3,48 b |
0,53 |
0,51 a |
|
0,50% |
2,70 |
0,58 |
|||
(1) Benomyl (60 g/100 L de água). (2) Água destilada. (3) Produto desenvolvido à base de biomassa cítrica, aditivado com ácidos orgânicos (produto comercial). (4) Óleo concentrado de sementes de nim (produto comercial). (5) Os tratamentos com letras maiúsculas iguais na coluna não diferem estatisticamente em 1% de probabilidade pelo teste de Tukey, quando se comparam as médias das concentrações dentro de cada tratamento. Fonte: Röder (2003). |
Tinturas de plantas medicinais
Mikania glomerata
Vigo-Schultz et al. (2006), com o objetivo de verificar o potencial de M. glomerata, guaco, no controle da podridão-negra em couve-flor causada por Xanthomonas campestris pv. campestris, utilizou tintura etanólica 50 oGL dessa planta medicinal nos seguintes ensaios: atividade antimicrobiana in vitro por meio do crescimento bacteriano em tubos de ensaio contendo 100 mg L-1, 250 mg L-1, 500 mg L-1 e 1.000 mg L-1 da tintura; indução de resistência local ou sistêmica em plantas de couve-flor com 25 dias de idade, cultivadas em vasos plásticos sob casa de vegetação, pela pulverização de tintura concomitantemente e 3 dias antes da inoculação com o patógeno (água e calda bordaleza foram utilizadas como controle); atividade de peroxidases em folhas tratadas e não tratadas de couve-flor com coletas concomitantemente, 24, 48 e 72 horas após pulverização da tintura nas plantas e também após pulverização-inoculação. Com relação aos ensaios in vitro (Figura 1), a tintura etanólica de guaco promoveu inibição no crescimento bacteriano a partir da concentração de 250 mg L-1. As concentrações de 500 mg L-1 e 1.000 mg L-1 inibiram em 24% e 38% o crescimento bacteriano em relação à testemunha.

Figura 1. Efeito da tintura etanólica de M. glomerata (guaco) sobre o crescimento in vitro de X. campestris pv. Campestris, expresso em unidades formadoras de colônia – UFC. Para o quadro inserido: testemunha = apenas meio de cultura; A 500 e A 1.000 = meio de cultura contendo 500 mg L-1 e 1.000 mg L-1 de etanol 50 ºGL, respectivamente. Letras maiúsculas distintas sobre as barras indicam diferença pelo teste de Tukey 5%.
Fonte: Vigo-Schultz et al. (2006).
Geranium caroliniarum
Ooshiro et al. (2004), com o objetivo de encontrar produtos naturais para o controle da bactéria Ralstonia solanacearum, testaram a tintura etanólica (70% de etanol) de tecidos frescos da parte aérea e de raízes de 14 plantas daninhas (Bidens pilosa, Artemisia campestris, Erechites hieracifolia, Geranium caroliniarum, Rumex japonicus, Alpinia speciosa, Alocasia odora, Plantago asiatica, Capsella bursa-pastoris, Solanum nigrum, Trifolium repens, Commelina communis, Anagalis arvensis e Oxalis corymbosa). Apenas a tintura de G. caroliniarum apresentou atividade antibacteriana. Os autores verificaram ainda que o composto antimicrobiano também podia ser extraído com água quente e que foi efetivo contra a bactéria mesmo em aplicações no solo. A incorporação no solo da parte aérea seca dessa planta em combinação com a solarização foi altamente efetiva para o controle da doença causada pela bactéria Ralstonia solanacearum em plantas de batata.
Hidrolatos de plantas medicinais
Atividade antifúngica
Stangarlin et al. (2005) realizaram trabalho com hidrolatos de citronela (Cymbopogon nardus), canela-de-veado (Helietta apiculata) e buva (Erigeron bonariensis) nas concentrações de 1%, 5%, 10%, 15%, 20% e 25%, no controle de Alternaria brassicae. Os resultados indicaram que os hidrolatos de canela-de-veado e de buva, nas maiores concentrações, inibiram a germinação de esporos de A. brassicae (Tabela 15) e, sobretudo, o desenvolvimento dos tubos germinativos. Tal efeito se aproximou do obtido com o fungicida. O hidrolato de citronela não inibiu a germinação e promoveu sensível aumento no tamanho dos tubos germinativos. Somente o fungicida reduziu significativamente, em 19,4%, o crescimento micelial do fungo (Tabela 16). A esporulação foi afetada também pelos hidrolatos de canela-de-veado e buva, que promoveram redução de 21% e 18,5%, respectivamente.
Tabela 15. Porcentagem de inibição da germinação de esporos e do tamanho dos tubos germinativos de Alternaria brassicae em função do tratamento com diferentes concentrações, em porcentagem, dos hidrolatos de canela-de-veado (Helietta apiculata), buva (Erigeron bonariensis) e citronela (Cymbopogon nardus), tendo como testemunhas água destilada e fungicida. |
||||||
Tratamento |
Inibição da germinação (%) |
Inibição do crescimento dos tubos germináveis (%) |
||||
Canela |
Buva |
Citronela |
Canela |
Buva |
Citronela |
|
Hidrolato (%) |
||||||
1 |
0 |
1 |
0 |
3,9 |
0 |
0 |
5 |
0,4 |
1,7 |
0 |
3,9 |
3,9 |
0 |
10 |
1,5 |
1,5 |
0 |
13,1 |
8,5 |
0 |
15 |
3,1 |
5,2 |
0 |
30,1 |
30,1 |
0 |
20 |
4,6 |
7,3 |
0 |
41,2 |
58,8 |
0 |
25 |
7,3 |
9,9 |
0 |
56,2 |
69,3 |
0 |
Fungicida(1) |
11,2 |
73,8 |
||||
Água |
0 |
0 |
||||
(1) Azoxystrobin (0,08 g i.a. L-1). Fonte: Stangarlin et al. (2005). |
Tabela 16. Porcentagem de inibição do crescimento micelial e da esporulação de Alternaria brassicae em função do tratamento com diferentes concentrações, em porcentagem, dos hidrolatos de canela-de-veado (Helietta apiculata), buva (Erigeron bonariensis) e citronela (Cymbopogon nardus), tendo como testemunhas água destilada e fungicida. |
||||||
Tratamento |
Inibição do crescimento micelial (%) |
Inibição da esporulação (%) |
||||
Canela |
Buva |
Citronela |
Canela |
Buva |
Citronela |
|
Hidrolato (%) |
||||||
1 |
0 |
0 |
0 |
0 |
0 |
0 |
5 |
0 |
0 |
0 |
0 |
0 |
0 |
10 |
0 |
0 |
0 |
6,9 |
3 |
0 |
15 |
0 |
0 |
0 |
9,9 |
9 |
0 |
20 |
0 |
1,4 |
0 |
12 |
16,8 |
2,2 |
25 |
0 |
2,8 |
0 |
21 |
18,5 |
5,1 |
Fungicida(1) |
19,4 |
84 |
||||
Água |
0 |
0 |
||||
(1) Azoxystrobin (0,08 g i.a. L-1). Fonte: Stangarlin et al. (2005). |
Sornberger et al. (2004), trabalhando com hidrolatos de canela-de-veado, jaboriti e guabiju, verificaram que todos os hidrolatos, quando usados sem diluição, reduziram drasticamente a porcentagem de germinação (Figura 2), com maior efeito da canela-de-veado que a 25% promoveu redução e a 100% inibiu completamente a germinação. O tamanho dos tubos germinativos seguiu a mesma tendência (Figura 3), com maior efeito dos hidrolatos na redução do crescimento de 77,8, 91 e 100 para canela-de-veado; 38,9, 78,2 e 94,4 para jaboriti e 52,1, 82 e 94,4 para guabiju, respectivamente, e em concentrações de 25%, 50% e 100%. O tratamento com fungicida pouco afetou a porcentagem de germinação de esporos, porém promoveu redução de 82,5% no tamanho dos tubos germinativos em relação à testemunha água.

Figura 2. Porcentagem de germinação de esporos de Pseudocercospora vitis em função do tratamento com diferentes concentrações, em porcentagem, de hidrolatos de canela-de-veado (Helietta apiculata), jaboriti (Myrtaceae) e guabiju (Myrcianthes pugens), tendo como testemunhas água destilada e o fungicida Azoxystrobin (100 mg i.a. L-1).
Fonte: Sornberger et al. (2004).

Figura 3. Tamanho dos tubos germinativos de esporos de Pseudocercospora vitis em função do tratamento com diferentes concentrações, em porcentagem, de hidrolatos de canela-de-veado (Helietta apiculata), jaboriti (Myrtaceae) e guabiju (Myrcianthes pugens), tendo como testemunhas água destilada e o fungicida Azoxystrobin (100 mg i.a. L-1).
Fonte: Sornberger et al. (2004).
Pazuch et al. (2005), estudando a atividade do hidrolato de carqueja sobre a germinação de esporos dos fungos fitopatogênicos Pseudocercospora vitis e Cercospora kaki, observaram que os dois fungos apresentaram comportamento semelhante, sendo que apenas o tratamento com fungicida reduziu a porcentagem de germinação (Figura 4). Esses resultados mostram que compostos antifúngicos a esses patógenos são inexistentes ou presentes em baixas concentrações no hidrolato de carqueja.
Figura 4. Porcentagem de germinação de esporos de Pseudocercospora vitis e Cercospora kaki em função do tratamento com diferentes concentrações do hidrolato de carqueja (em porcentagem), tendo como testemunhas água destilada e o fungicida (Fug) Azoxystrobin (0,08 g i.a. L-1).
Fonte: Pazuch et al. (2005).
Esses resultados são melhor compreendidos na Figura 5, que relaciona a concentração de hidrolato com o tamanho dos tubos germinativos. Observa-se que o fungicida também inibiu o desenvolvimento dos tubos germinativos para ambos os fungos, porém, ao contrário do esperado, a adição do hidrolato de carqueja não inibiu, mas estimulou o crescimento dos mesmos. Compostos antifúngicos podem até estar presentes no hidrolato de carqueja, porém em concentrações muito baixas. O aumento no tamanho dos tubos germinativos provavelmente deve-se a outras substâncias presentes no hidrolato que podem ser utilizadas como nutrientes por tais fungos, porémessa característica depende da espécie da planta da qual é extraído o hidrolato, uma vez que Sornberger et al. (2004) e Lozano et al. (2000) relatam maior atividade antifúngica para alguns hidrolatos e menor ou inexistente atividade para outros. Stangarlin et al. (1999), trabalhando com óleo essencial e extrato bruto de carqueja, obtiveram inibição de 100% do crescimento micelial de vários fungos fitopatogênicos em placas de Petri contendo 500 µL e 1.000 µL de óleo, porém apenas inibição parcial na presença do extrato bruto. Isso indica que, possivelmente, compostos antifúngicos de carqueja tendem a se concentrar no óleo essencial e poucos estarão presentes no hidrolato.

Figura 5. Tamanho dos tubos germinativos de esporos de Pseudocercospora vitis e Cercospora kaki em função do tratamento com diferentes concentrações do hidrolato de carqueja (em porcentagem), tendo como testemunhas água destilada e o fungicida (Fug) Azoxystrobin (0,08 g i.a. L-1).
Fonte: Pazuch et al. (2005).
Atividade antibacteriana
A atividade antibacteriana de diferentes hidrolatos foi estudada por Pazuch et al. (2005). Os resultados obtidos mostram que os três hidrolatos testados foram capazes de inibir o crescimento da bactéria Xanthomonas campestris pv. campestris (Tabela 17), porém maior atividade foi apresentada pelo hidrolato de citronela que, na concentração de 25%, reduziu em quase 30% o crescimento da bactéria. Assim, embora Stangarlin et al. (2005) tenham obtido baixa atividade antifúngica para o hidrolato de citronela, este pode ser importante por seu efeito antibacteriano.
Tabela 17. Porcentagem de inibição do crescimento da bactéria Xanthomonas campestris pv. campestris em função do tratamento, em porcentagem, com hidrolatos de canela-de-veado (Helietta apiculata), buva (Erigeron bonariensis) e citronela (Cymbopogon nardus), tendo como testemunhas o meio caldo nutriente e antibiótico. |
|||
Tratamento |
Inibição do crescimento bacteriano (%) |
||
Canela-de-veado |
Buva |
Citronela |
|
Hidrolato (%) |
|||
1 |
0 |
4,6 |
5,6 |
5 |
0,5 |
4,8 |
9,7 |
10 |
0,6 |
6,5 |
15,2 |
15 |
8,8 |
6,6 |
16,6 |
20 |
11,6 |
9,7 |
16,4 |
25 |
14,9 |
14,6 |
29,8 |
Caldo nutriente |
0 97,7 |
||
Antibiótico(1) |
|||
(1) Oxitetraciclina (0,03 g i.a. L-1). Fonte: Pazuch et al. (2005). |
Os resultados da atividade antibacteriana obtidos por Pazuch et al. (2005) são apresentados na Figura 6. Observa-se que houve a tendência de inibição do crescimento bacteriano com o aumento da concentração do hidrolato, porém grande inibição ocorreu apenas a partir da concentração de 75%. Esses resultados evidenciam a presença de compostos antibacterianos no hidrolato de carqueja, embora seu efeito tenha sido inferior ao da oxitetraciclina. Avancini et al. (2000), estudando o efeito antimicrobiano do decocto da planta da carqueja, atribuíram o mesmo efeito bactericida sobre algumas bactérias, porém apenas em concentrações próximas a 100%.

Figura 6. Crescimento da bactéria Xanthomonas campestris pv. passiflorae e Bacillus subtilis em função do tratamento com diferentes concentrações do hidrolato de carqueja (em porcentagem), tendo como testemunhas o meio caldo nutriente (CN) e oxitetraciclina (Ox) (0,03 g i.a. L-1).
Fonte: Pazuch et al. (2005).
Óleos essenciais
Alguns exemplos do uso de óleos essenciais para controle in vitro de fungos e bactérias já foram apresentados conjuntamente com aqueles com os extratos de plantas medicinais. A seguir são apresentados outros exemplos.
Atividade antimicrobiana
Velluti et al. (2004) realizaram trabalho in vitro para verificar o potencial de 37 óleos essenciais em inibir o crescimento micelial de Fusarium verticillioides, F. proliferatum e F. graminearum, isolados de grãos de milho, visando encontrar produtos que possam ser utilizados na preservação de grãos estocados. Esses trabalhos foram realizados em combinação com diferentes condições de atividade de água (de 0,95 a 0,995) e temperatura (de 20 oC a 30 oC). Óleo de folhas de cinamomo, capim-limão, Eugenia sp., orégano e palmarosa, em concentrações de 500 µg mL-1 a 1.000 µg mL-1, proporcionou inibição das 3 espécies de fungos, independentemente das condições de temperatura e atividade de água.
Ranasinghe et al. (2002) estudaram o efeito fungitóxico de óleo essencial de canela (Cinnamomum zeylanicum) e de cravo-da-índia (Syzygium aromaticum) no controle de Colletotrichum musae, agente causal da antracnose, e de Lasiodiplodia theobromae, e de C. musae e Fusarium proliferatum, agentes causais da podridão-da-coroa, fitopatógenos de pós-colheita em banana. Para isso, alíquotas de uma solução estoque a 50% – óleo essencial: etanol – foram adicionadas ao meio de cultura líquido SMKY. Discos de micélio de cada um dos isolados foram repicados para erlenmeyers permanecendo incubados por 7 dias. Após esse período, o micélio foi recolhido por filtração, obtendo-se a massa seca e calculado a porcentagem de inibição do crescimento micelial. A concentração mínima letal (CML) foi determinada transferindo-se discos de micélio de cada um dos isolados para meio BDA. Os resultados obtidos indicam efeito fungitóxico e fungistático sobre os fitopatógenos testados (Tabela 18).
Tabela 18. Concentração mínima inibitória (CMI) e concentração mínima letal (CML) de óleos essenciais contra fitopatógenos causadores de antracnose e podridão-da-coroa em banana. |
|||
Óleo testado (v/v) |
Fitopatógeno |
CMI (%) |
CML (%) |
Cravo-da-índia |
Colletotrichum musae |
0,04 |
0,065 |
Lasiodiplodia theobromae |
0,045 |
0,06 |
|
Fusarium proliferatum |
0,05 |
0,1 |
|
Casca de canela |
C. musae |
0,03 |
0,04 |
L. theobromae |
0,035 |
0,045 |
|
F. proliferatum |
0,05 |
0,08 |
|
Folha de canela |
C. musae |
0,05 |
0,07 |
L. theobromae |
0,06 |
0,08 |
|
F. proliferatum |
0,05 |
0,11 |
|
Benomyl |
C. musae |
0,7 |
0,9 |
L. theobromae |
0,9 |
1,0 |
|
F. proliferatum |
1,0 |
1,2 |
|
Fonte: Ranasinghe et al. (2002). |
Trabalho semelhante foi realizado por Caccioni et al. (1998) para verificar o efeito de componentes voláteis dos óleos essenciais obtidos de várias espécies de citros (Citrus sinensis, C. aurantium, C. paradisi, C. sinensis x Poncirus trifoliata e C. limon) no controle de Penicillium digitatum e P. italicum. Monoterpenos, outros que não o limoneno, e sesquiterpenos foram os principais responsáveis pela inibição do crescimento dos fungos. Os ensaios foram realizados com concentrações dos óleos variando de 250 mg L-1 a 5.000 mg L-1 (ppm). Os valores de ED50, ou seja, concentração para inibir em 50% o crescimento micelial, foram de forma geral maiores para P. italicum, com valores em torno de 3.500 ppm, em relação a P. digitatum, com valores em torno de 1.500 ppm.
Outros exemplos com óleos essenciais podem ainda ser encontrados principalmente em trabalhos nas áreas de alimentos e saúde, como em Mishra e Dubey (1994) contra fungos em alimentos armazenados; Chao et al. (2000) contra fungos, bactérias e vírus; Demirci et al. (2001) contra bactérias como Escherichia coli, Staphyloccocus e Salmonella; Prashar et al. (2003) com o óleo de Cymbopogon martinii contra Saccharomyces cerevisiae; Benkeblia (2004) com óleos de três tipos de cebola (verde, amarela e vermelha) e de alho contra Salmonella sp., Staphyloccocus aureus, Aspergillus niger, Penicillium cyclopium e Fusarium oxysporum; Setzer et al. (2004) com o óleo de Artemisia douglasiana contra Bacillus cereus, S. Aureus, E. coli, Pseudomonas aeruginosa, Candida albicans e A. niger; Sokmen et al. (2004) com óleo de Thymus spathulifolius contra 40 microrganismos incluindo fungos e bactérias; e Yu et al. (2004) com óleo de Scutellaria barbata contra S. aureus.
Referências
ALBUQUERQUE, U. P.; ANDRADE, L. H. C. El género Ocimum L. (Lamiaceae) en el nordeste del Brasil. Anales del Jardín Botánico de Madrid, Madrid, ES, v. 56, p. 43-64, 1998.
ALBUQUERQUE, U. P.; SILVA, F. C. L.; PIERROT, L. Exame diagnóstico da folha de Ocimum gratissimum L (Lamiaceae). Revista Brasileira de Farmácia, Rio de Janeiro, v. 79, p. 23-25, 1998.
ANANDARAJ, M.; LEELA, N. K. Toxic effect of some plant extracts on Phytophthora capsici, the foot rot pathogen of black pepper. Indian Phytopathology, New Delhi, IN, v. 49, p. 181-184, 1996.
APISARIYAKUL, A.; VANITTANAKOM, N.; BUDDHASUKH, D. Antifungal activity of turmeric oil extracted from Curcuma longa (Zingiberaceae). Journal of Ethnopharmacology, Limerick, v. 49, p. 163-169, 1995.
ARAÚJO, C. A. C.; ALEGRIO, L. V.; CASTRO, D.; LIMA, M. E. F.; GOMES-CARDOSO, L.; LEON, L. L. Studies on de effectiveness of diarylheptanoids derivatives against Leishmania amazonensis. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro, v. 94, p. 791-794, 1999.
ARAÚJO, C. A. C.; ALEGRIO, L. V.; CASTRO, D.; LIMA, M. E. F.; LEON, L. L. Leishmania amazonensis: in vivo experiments with diarylheptanoids from laguminoseae and Zingiberaceae plants. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro, v. 93, supl. II, p. 306, 1998.
ARAÚJO, C. A. C.; LEON, L. L. Biological activities of Curcuma longa L. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro, v. 96, n. 5, p. 723-728, 2001.
ASTHANA, A.; DIXIT, K.; TRIPATHI, N. N.; DIXIT, S. N. Efficacy of Ocimum oil against fungi attacking chilli seed during storage. Tropical Science, London, UK, v. 29, p. 15-20, 1989.
AVANCINI, C. A. M.; WIEST, J. M.; MUNDSTOCK, E. Atividade bacteriostática e bactericida do decocto de Baccharis trimera (Less) D.C., Compositae, carqueja, como desinfetante ou anti-séptico. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, Belo Horizonte, v. 52, n. 3, p. 230-234, 2000.
AWUAH, R. T. Fungitoxic effects of extracts from some West African plants. Annals Applied Biology, Cambridge, v. 115, p. 451-453, 1989.
AWUAH, R. T. In vivo use of extracts from Ocimum gratissimum and Cymbopogon citratus against Phytophthora palmivora causing blackpod disease of cocoa. Annals Applied Biology, Cambridge, v. 124, p. 173-178, 1994.
BALBI-PEÑA, M. I.; BECKER, A.; STANGARLIN, J. R.; FRANZENER, G.; LOPES, M. C.; ESTRADA, K. R. S. Controle de Alternaria solani em tomateiro por extratos de Curcuma longa e curcumina I: avaliação in vitro. Fitopatologia Brasileira, Brasília, DF, v. 31, p. 310-314, 2006.
BANDARA, B. M. R.; HEWAGE, C. M.; KARUNARATNE, V.; WANNIGAMA, G. P.; ADIKARAM, N. K. B. An antifungal chromene from Eupatorium riparum. Phytochemistry, Elmsford, v. 31, p. 1983-1985, 1992.
BASTOS, C. N. Efeito do óleo de Piper aduncum sobre Crinipellis perniciosa e outros fungos fitopatogênicos. Fitopatologia Brasileira, Brasília, DF, v. 22, p. 441-443, 1997.
BECKER, A. Controle alternativo de doenças do pepino produzido em cultivo orgânico e protegido. 2003. 32 p. Monografia (Graduação em Agronomia) - Universidade Estadual do Oeste de Paraná, Marechal Cândido Rondon, 2003.
BENKEBLIA, N. Antimicrobial activity of essential oil extracts of various onions (Allium cepa) and garlic (Allium sativum). Lebensmittel-Wissenschaft und-Technologie, Zurich, v. 37, p. 263-268, 2004.
BENNETT, R.; WALLSGROVE, R. M. Secondary metabolites in plant defence mechanisms. New Phytologist, Lancaster, v. 127, p. 617-633, 1994.
BERNARDO, R.; SCHWAN–ESTRADA, K. R. F.; CRUZ, M. E. S.; STANGARLIN, J. R. Efeito do extrato bruto de plantas medicinais no crescimento micelial de fungos fitopatogênicos. Summa Phytopathologica, Piracicaba, v. 25, n. 1, p. 40, 1999.
BERNARDO, R.; SCHWAN-ESTRADA, K.R.F.; STANGARLIN, J.R.; CRUZ, M.E.S.; PASCHOLATI, S.F. Fungitoxicidade de alguns óleos essenciais contra fungos fitopatogênicos. Fitopatologia Brasileira, Brasília, DF, v. 23, suplemento, p. 227-228, 1998.
BIANCHI, A.; ZAMBONELLI, A.; D’AULERIO, A. Z.; BELLESIA, F. Ultrastructural studies of the effects of Allium sativum on phytopathogenic fungi in vitro. Plant Disease, Saint Paul, v. 81, p. 1241-1246, 1997.
BISWAS, S.; DAS, N. K.; QADRI, S. M. H.; SARATCHANDRA, B. Evaluating different plant extracts against three major diseases of mulberry. Indian Phytopathology, New Delhi, IN, v. 48, p. 342-346, 1995.
BOLKAN, H. A.; RIBEIRO, W. R. C. Efeito do extrato de alho em Cylindrocadium clavatum, Fusarium moniliforme var. subglutinans e Rhizoctonia solani. Fitopatologia Brasileira, Brasília, DF, v. 6, n. 3, p.565-566, 1981.
BONALDO, S. M.; CRUZ, M. E. S.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F. Potencial das ervas medicinais capim-limão (Cymbopogon citratus) e eucalipto (Eucalyptus citriodora) no controle de fungos fitopatogênicos. Summa Phytopathologica, Piracicaba, v. 25, n. 1, p. 111, 1999.
BONALDO, S. M.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; CRUZ, M. E. S.; STANGARLIN, J. R. Efeito do extrato bruto de Eucalyptus citriodora no crescimento micelial de fungos fitopatogênicos e na indução de fitoalexinas. In: ENCONTRO ANUAL DE INICIAÇÃO CIENTÍFICA, 7., 1998, Maringá. Resumos... Maringá: EDUEM, 1998a. p. 548.
BONALDO, S. M.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; CRUZ, M. E. S.; STANGARLIN, J. R. Estudos da fungitoxicidade de Eucalyptus citriodora contra Sclerotium rolfsii em casa-de-vegetação. In: ENCONTRO ANUAL DE INICIAÇÃO CIENTÍFICA, 7., 1998, Maringá. Resumos... Maringá: EDUEM, 1998b. p. 552.
BONALDO, S. M.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; CRUZ, M. E.; STANGARLIN, J. R. Fungitoxicidade de óleo essencial de Eucalyptus citriodora em fungos fitopatogênicos. In: EVENTO DE INICIAÇÃO CIENTÍFICA, 6., 1998, Curitiba. Resumos... Curitiba: UFPR, 1998c. p. 507.
BONALDO, S. M.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; STANGARLIN, J. R.; CRUZ, M. E. S.; PASCHOLATI, S. F. Inibição do crescimento micelial de fungos fitopatogênicos e indução de fitoalexinas por Eucalyptus citriodora. Fitopatologia Brasileira, Brasília, DF, v. 23, suplemento, p. 229, 1998d.
BONALDO, S. M.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; STANGARLIN, J. R.; TESSMANN, D.; SCAPIM, C. A. Fungitoxidade, atividade elicitora de fitoalexinas e proteção de pepino contra Colletotrichum lagenarium, pelo extrato aquoso de Eucalyptus citriodora. Fitopatologia Brasileira, Brasília, DF, v. 29, p. 128-134, 2004.
CACCIONI, D. L. R.; GUIZZARDI, M.; BIONDI, D. M.; RENDA, A.; RUBERTO, G. Relationship between volatile components of citrus fruit essential oils and antimicrobial action on Penicillium digitatum and Penicillium italicum. International Journal of Food Microbiology, Amsterdam, NL, v. 43, p. 73-79, 1998.
CARRÉ, V.; STANGARLIN, J. R.; BECKER, A.; ZANELLA, A. L.; GONÇALVES JÚNIOR, A. C.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; FRANZENER, G.; CRUZ, M. E. S. Controle pós-colheita de Colletotrichum musae em banana (Musa spp.) por cânfora (Artemisia camphorata) e quitosana. Scientia Agrária Paranaensis, Cascavel, v. 5, n. 1, p. 57-66, 2006.
CATARINO, V.; GHINI, R.; BETTIOL, W.; SCRAMIN, S.; ZAVATTI, L. M. S. Efeito de extratos de Vernonia condensata e Tagetes minuta sobre a germinação de urediniosporos de Hemileia vastatrix. In: WORSHOP SOBRE PRODUTOS NATURAIS NO CONTROLE DE PRAGAS, DOENÇAS E PLANTAS DANINHAS, 1., 1990, Jaguariúna. Resumos... Jaguariuna: Embrapa-CNPDA, 1990a. p. 31. (Embrapa-CNPDA. Documentos, 16).
CATARINO, V.; GHINI, R.; WAGNER, B.; ZAVATTI, L.M.S.; SCRAMIN, S. Influência de extratos de folhas de Tagetes minuta e Vernonia polyanthes no crescimento micelial de Colletotrichum gloeosporioides, Botrytis cinerea e Trichoderma sp. In: WORSHOP SOBRE PRODUTOS NATURAIS NO CONTROLE DE PRAGAS, DOENÇAS E PLANTAS DANINHAS, 1., 1990, Jaguariúna. Resumos... Jaguariuna: Embrapa-CNPDA, 1990b. p. 41. (Embrapa-CNPDA. Documentos, 16).
CECÍLIO FILHO, A. B. Época e densidade de plantio sobre a fenologia e rendimento da cúrcuma (Curcuma longa L.). 1996. 100 f. Tese (Doutorado em Fitotecnia) - Universidade Federal de Lavras, Lavras, 1996.
CHALFOUN, S. M.; CARVALHO, V. D. Controle de fungos patogênicos através de extratos vegetais (bulbos de alho e folhas de cebola). In: CONGRESSO BRASILEIRO DE FITOPATOLOGIA, 24., 1991, Rio de Janeiro. Resumos... Rio de Janeiro: Sociedade Brasileira de Fitopatologia, 1991.
CHALFOUN, S. M.; CARVALHO, V. D. Inibição do crescimento micelial de Gibberella zeae (Fusarium graminearum) através de tratamentos com extrato de alho e fungicida captafol. Fitopatologia Brasileira, Brasília, DF, v. 12, p. 232-233, 1987.
CHAO, S. C.; YOUNG, D. G.; OBERG, C. J. Screening for inhibitory activity of essential oil on selected bacteria, fungi and viruses. Journal of Essential Oil Research, Wheaton, v. 12, p. 639-649, 2000.
CORREA JÚNIOR, C.; MING, L. C.; SCHEFFER, M. C. Cultivo de plantas medicinais, condimentares e aromáticas. Jaboticabal: Funep, 1994. 162 p.
COUTINHO, W. M.; ARAÚJO, E.; MAGALHÃES, F. H. L. Efeito de extratos de plantas Anacardiaceas e de fungicidas químicos sobre a microflora de sementes de feijão (Phaseolus vulgaris). Fitopatologia Brasileira, Brasília, DF, v. 21, suplemento, p. 354, 1996.
CRUZ, M. E. S.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; STANGARLIN, J. R.; FAGAN, C.; TAGAMI, O. K.; PASCHOLATI, S. F. Efeito do extrato bruto de Cymbopogon citratus (capim limão) no crescimento micelial e germinação de esporos de fungos fitopatogênicos. Summa Phytopathologica, Piracicaba, v. 24, n. 1, p. 74, 1998.
CRUZ, M. E. S.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; STANGARLIN, J. R.; PASCHOLATI, S. F. Efeito do óleo essencial de Cymbopogon citratus (capim limão) no crescimento micelial de fungos fitopatogênicos. Summa Phytopathologica, Piracicaba, v. 23, n. 1, p. 63, 1997.
DAAYF, F.; SCHMITT, A.; BÉLANGER, R. R. The effects of plant extracts of Reynoutria sachalinensis on powdery mildew development and feaf physiology of long english cucumber. Plant Disease, Saint Paul, v. 79, p. 577-580, 1995.
DEMIRCI, F.; BASER, K. H. C.; CALIS, I.; GOKHAN, E. Essential oil and antimicrobial evaluation of the Pistacia eurycarpa. Chemistry of Natural Compounds, New York, v. 37, n. 4, p. 332-335, 2001.
DI STASI, L. C. (Ed.). Plantas medicinais: arte e ciência: um guia de estudos multidisciplinar. São Paulo: Universidade Paulista, 1996. 215 p.
DI STASI, L. C. Química de produtos naturais: principais constituintes ativos. In: DI STASI, L. C. (Ed.). Plantas medicinais: arte e ciência: um guia de estudos multidisciplinar. São Paulo: Universidade Paulista, 1996b. p. 109-127.
DINIZ, S. P. S. S.; LOZANO, V.; REZENDE, D.; TONÁ, N.; SOUZA, L. S. Ação do bálsamo de copaíba no controle do desenvolvimento de Fusarium moniliforme e Alternaria sp. Fitopatologia Brasileira, Brasília, DF, v. 21, suplemento, p. 398, 1996.
DUBEY, N. K.; KISHORE, N. Fungitoxicity of some higher plants and synergistic activity of their essential oils. Tropical Science, London, UK, v. 27, p. 23-27, 1987.
DUKE, J. A. Phytochemical database, USDA - ARS - NGRL, Beltsville Agricultural Research Center, Beltsville, Maryland. Disponível em:<http://www.ars-grin.gov/cgi-bin/duke/ethnobotuse.pl>. Acesso em: 5 out. 2002.
EDGINGTON, L. V.; KHEW, K. L.; BARRON, G. L. Fungitoxic spectrum of benzimidazole compounds. Phytopathology, Saint Paul, v. 61, p. 42-44, 1971.
FAGAN, C.; TAGAMI, O. K.; CRUZ, M. E. S.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F; LIMA, M. R. Efeito isolado e sinergístico do óleo essencial e extrato bruto de Cymbopogon citratus (capim limão) e Ocimum gratissimum (alfavaca cravo) em fungos fitopatogênicos. In: REUNIÃO ANUAL DA SBPC, 51.; JORNADA NACIONAL DE INICIAÇÃO CIENTÍFICA, 6., 1999, Porto Alegre. Resumo... Porto Alegre: Sociedade Brasileira para o Progresso da Ciência, 1999.
FAGAN, C.; TAGAMI, O. K.; INOUE, M. H.; CRUZ, M. E. S.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; STANGARLIN, J. R. Avaliação da atividade antifúngica de capim limão em Sclerotium rolfsii em casa-de-vegetação. In: ENCONTRO ANUAL DE INICIAÇÃO CIENTÍFICA, 7., 1998, Maringá. Resumos... Maringá: EDUEM, 1998a. p. 540.
FAGAN, C.; TAGAMI, O. K.; INOUE, M. H.; CRUZ, M. E. S.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; STANGARLIN, J. R. Ação do extrato bruto de capim limão sobre fungos fitopatogênicos e indução de fitoalexinas. In: EVENTO DE INICIAÇÃO CIENTÍFICA, 6., 1998, Curitiba. Resumos... Curitiba: Sociedade Brasileira para o Progresso da Ciência, 1998b. p. 506.
FAGAN, C.; TAGAMI, O. K.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; STANGARLIN, J. R.; CRUZ, M. E. S.; PASCHOLATI, S. F. Efeito de Cymbopogon citratus (capim-limão) no crescimento micelial e germinação de esporos de fungos fitopatogênicos e indução de fitoalexinas. Fitopatologia Brasileira, Brasília, DF, v. 23, suplemento, p. 240, 1998c.
FERRACINI, V. L.; MELO, I. S. Efeito de extratos de Chenopodium ambrosioides sobre Sclerotium rolfsii. In: WORSHOP SOBRE PRODUTOS NATURAIS NO CONTROLE DE PRAGAS, DOENÇAS E PLANTAS DANINHAS, 1., 1990, Jaguariúna. Resumos… Jaguariúna: Embrapa-CNPDA, 1990. p. 54. (Embrapa-CNPDA. Documentos, 16).
FIORI, A. C. G.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; STANGARLIN, J. R.; VIDA, J. B.; SCAPIM, C. A.; CRUZ, M. E. S. Antifungal activity of leaf extracts and essential oils of some medicinal plants against Didymella bryoniae. Journal of Phytopathology, Berlin, DE, v. 148, p. 483-487, 2000.
FIORI, A. C. G.; VIDA, J. B.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; CRUZ, M. E. S. Efeito do extrato bruto e do óleo essencial de plantas medicinais no crescimento micelial de Dydimella bryoniae. Summa Phytopathologica, Piracicaba, v. 24, n. 1, p. 74, 1998a.
FIORI, A. C. G.; VIDA, J. B.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; STANGARLIN, J. R. Atividade fungitóxica de plantas medicinais na germinação de esporos de Didymella bryoniae. Fitopatologia Brasileira, Brasília, DF, v. 23, suplemento, p. 243, 1998b.
FIORI, A. C. G.; VIDA, J. B.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; STANGARLIN, J. R.; CRUZ, M. E. Inibição de crescimento micelial de Didymella bryoniae através de óleos essenciais de plantas medicinais. Fitopatologia Brasileira, Brasília, DF, v. 23, suplemento, p. 244, 1998c.
FRANZENER, G.; STANGARLIN, J. R.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; CRUZ, M. E. S. Atividade antifúngica e indução de resistência em trigo a Bipolaris sorokiniana por Artemisia camphorata. Acta Scientiarum, Maringá, v. 25, n. 2, p. 503-507, 2003.
FREIRE, M. F. I.; ABREU, H. C.; CRUZ, L. C. H.; FREIRE, R. B. Inhibition of fungal growth by extracts of Vernonia scorpioides (Lam.) Pers. Revista de Microbiologia, São Paulo, v. 27, p. 1-6, 1996.
GARCÍA, D.; PUPO, S.; CRESPO, M.; FUENTES, L. Estudio farmacognóstico de Ocimum gratissimum L. (orégano cimarrón). Revista Cubana de Plantas Medicinales, La Habana, v. 3, p. 31-36, 1998.
GASPARIN, M. D. G.; MORAES, L. M.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; STANGARLIN, J. R. Efeito do óleo essencial e do extrato bruto de alho (Allium sativum) no crescimento micelial de Rhizoctonia solani e Alternaria steveae. Summa Phytopathologica, Piracicaba, v. 24, n. 1, p. 74, 1998.
GASPARIN, M. D. G.; MORAES, L. M.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; STANGARLIN, J. R.; CRUZ, M. E. S. Efeito do extrato bruto de Lippia alba e Rosmarinus officinalis em fungos fitopatogênicos. Anuário Centro de Ciências Agrárias-UEM, Maringá, 2000. Disponível em: <www.cca.uem.br/capanuario.htm>. Acesso em: 27 ago. 2007.
GHOSAL, S.; BISWAS, K.; CHAKRABARTI, D. K.; BASU CHAUDHARY, K. Control of Fusarium wilt of safflower by mangiferin. Phytopathology, Saint Paul, v. 67, p. 548-550, 1977.
HIPSKIND, J.; WOOD, K. V.; LEITE, B.; CHAND, T.; LEMBI, C. A.; NICHOLSON, R. L. A fungitoxic phenolic compounds in Hydrilla verticillata. Biological Control, San Diego, v. 2, p. 51-58, 1992.
KISHORE, N.; DIXIT, S. N.; DUBEY, N. K. Fungitoxic studies with Chenopodium ambrosioides for control of damping-off in Phaseolus aureus (Moong) caused by Rhizoctonia solani. Tropical Science, London, UK, v. 29, p. 171-176, 1989.
KOBAYASHI, K.; NISHINO, C.; TOMITA, H.; FUKUSHIMA, M. Antifungal activity of pisiferic acid derivatives against the rice blast fungus. Phytochemistry, Elmsford, v. 26, p. 3175-3179, 1987.
KRÄMER, R. P.; HINDORF, H.; JHA, H. C.; KALLAGE, J.; ZILLIKEN, F. Antifungal activity of soybean and chickpea isoflavones and their reduced derivatives. Phytochemistry, Elmsford, v. 23, p. 2203-2205, 1984.
KUHN, O. J.; PORTZ, R. L.; STANGARLIN, J. R.; MONTALVÁN, R.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; FRANZENER, G. Efeito do extrato aquoso de cúrcuma (Curcuma longa) em Xanthomonas axonopodis pv. manihotis. Semina: Ciências Agrárias, Londrina, v. 27, n. 1, p. 13-20, 2006.
LEAN, L. P.; MOHAMED, S. Antioxidative and antimycotic effects of turmeric, lemon-grass, betel leaves, clove, black pepper leaves and Garcinia atriviridis on butter cakes. Journal of the Science of Food and Agriculture, London, UK, v. 79, n. 13, p. 1817-1822, 1999.
LIN, J. K.; LIN-SHIAU, S. Y. Mechanisms of cancer chemoprevention by curcumin. Proceedings of the National Science Council, Republic of China: Part B: Life Sciences, Taipei, v. 25, n. 2, p. 59-66, 2001.
LOZANO, T. T.; CORDOBA, S. N.; MORENO, C. A. de; VELOSA, R. M. Evaluacion de efecto de hidrolatos de ajo (Allium sativum) y cebolla junca (Allium fistulosum) em el desarrolo de los hongos fitopatogênicos Botrytis allii y Sclerotium cepivorum. Fitopatologia Colombiana, Palmira, v. 24, n. 1/2, p. 29-32, 2000.
MAZUMDER, A.; RAGHAVAN, K.; WEINSTEIN, J.; KOHN, K. W.; POMMIER, Y. Inhibition of human immunodeficiency virus type-1 integrase by curcumin. Biochemical Pharmacology, Kansas City, v. 49, n. 8, p. 1165-1170, 1995.
MERCURE, E. W.; LEITE, B.; NICHOLSON, R. L. Adhesion of ungerminated conidia of Colletotrichum graminicola to artificial hydrophobic surfaces. Physiological and Molecular Plant Pathology, Orlando, v. 45, p. 421-440, 1994.
MING, L. C. Coleta de plantas medicinais. In: DI STASI, L. C. (Ed.). Plantas medicinais: arte e ciência: um guia de estudos multidisciplinar. São Paulo: Universidade Paulista, 1996. p. 69-86.
MISHRA, A. K.; DUBEY, N. K. Evaluation of some essential oils for their toxicity against fungi causing deterioration of stored food commodities. Applied and Environmental Microbiology, Washington, DC, v. 60, p. 1101-1105, 1994.
NOSTRO, A.; GERMANÒ, M. P.; D’ANGELO, V.; MARINO, A.; CANNATELLI, M. A. Extraction methods and bioautograohy for evaluation of medicinal plant antimicrobial activity. Letters in Applied Microbiology, Oxford, v. 30, p. 379-384, 2000.
OOSHIRO, A.; TAKAESU, K.; NATSUME, M.; TABA, S.; NASU, K.; UEHARA, M.; MURAMOTO, Y. Identification and use of a wild plant with antimicrobial activity against Ralstonia solanacearum, the cause of bacterial wilt of potato. Weed Biology and Management, Tokyo, JP, v. 4, p. 187-194, 2004.
PAZUCH, D.; MARTINEZ-FRANZENER, A. S.; FRANZENER, G.; ASSI, L.; CZEPAK, M. P.; STANGARLIN, J. R. Atividade antimicrobiana e indutora de fitoalexinas do hidrolato de carqueja. In: JORNADA CIENTÍFICA DA UNIOESTE, 3., 2005, Marechal Cândido Rondon. Anais... Marechal Cândido Rondon: Unioeste, 2005. 1 CD-ROM.
PESSOA, M. N. G.; OLIVEIRA, J. C. M.; INNECCO, R. Efeito da tintura de alecrim-pimenta contra fungos fitopatogênicos in vitro. Fitopatologia Brasileira, Brasília, DF, v. 21, suplemento, p. 404, 1996.
PRASHAR, A.; HILI, P.; VENESS, R. G.; EVANS, C. S. Antimicrobial action of palmarosa oil (Cymbopogon martinii) on Saccharomyces cerevisiae. Phytochemistry, Elmsford, v. 63, p. 569-575, 2003.
PRITHIVIRAJ, B.; SINGH, U. P.; MANICKAM, M.; SRIVASTAVA, J. S.; RAY, A. B. Antifungal activity of bergenin, a constituent of Flueggea microcarpa. Plant Pathology, London, UK, v. 46, p. 224-228, 1997.
RAJA, J.; KURUCHEVE, V. Influence of plants extracts and buffalo urine on the growth and sclerotial germination of Macrophomina phaseolina. Indian Phytopathology, New Delhi, IN, v. 51,n. 1, p. 102-103, 1998.
RANASINGHE, L.; JAYAWARDENA, B.; ABEYWICKRAMA, K. Fungicidal activity of essential oils of Cinnamomum zeylanicum (L.) and Syzygium aromaticum (L.) Merr et L.M. Perry against crown rot and anthracnose pathogens isolated from banana. Letters in Applied Microbiology, Oxford, v. 35, p. 208-211, 2002.
REGENTE, M. C.; OLIVA, C. R.; FELDMAN, M. L.; CASTAGNARO, A. P.; CANAL, L. A sunflower leaf antifungal peptide active against Sclerotinia sclerotiorum. Physiologia Plantarum, Copenhagen, DK, v. 100, p. 178-182, 1997.
RIZZATI, M. A.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; CRUZ, M. E. S.; STANGARLIN, J. R. Efeito de extrato bruto de Achillea millefolium (mil-folhas) e de Artemisia absinthium (losna) em Alternaria spp. Anuário Centro de Ciências Agrárias-UEM, Maringá, 2000. Disponível em: <www.cca.uem.br/capanuario.htm>. Acesso em: 12 dez. 2006.
RÖDER, C. Controle alternativo de podridões causadas por fungos na pós-colheita em pêssego e morango. 2003. 33 f. Monografia (Graduação em Agronomia) - Universidade Estadual do Oeste de Paraná, Marechal Cândido Rondon, 2003.
RODRIGUES, E. A.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; STANGARLIN, J. R.; SCAPIM, C. A.; FIORI-TUTIDA, A. C. F. Potencial da planta medicinal Ocimum gratissimum no controle de Bipolaris sorokiniana em sementes de trigo (Triticum aestivum). Acta Scientiarum: Agronomy, Maringá, v. 28, n. 2, p. 213-220, 2006.
RODRIGUES, E.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; CRUZ, M. E. S.; BERNARDO, R.; STANGARLIN, J. R. Potencial de Zingiber officinale (gengibre) no controle de fungos fitopatogênicos. Fitopatologia Brasileira, Brasília, DF, v. 24, suplemento, p. 321, 1999.
SADI, C. V. S.; FERRACII, V. L.; FRIGHETTO, R. T. S.; ROBBS, C. F. Influência de extratos vegetais no controle de fungos. In: WORSHOP SOBRE PRODUTOS NATURAIS NO CONTROLE DE PRAGAS, DOENÇAS E PLANTAS DANINHAS, 1., 1990, Jaguariúna. Resumos… Jaguariúna: Embrapa-CNPDA, 1990. p. 50. (Embrapa-CNPDA. Documentos, 16).
SAJU, K. A.; VENUGOPAL, M. N.; MATHEW, M. J. Antifungal and insect-repellent activities of essential oil of turmeric (Curcuma longa L.). Current Science, Bangalore, v. 75, n. 7, p. 660-662, 1998.
SANTOS, M. M. F. B.; PASCHOLATI, S. F. Efeito de metabólitos de duas formas de Lippia alba sobre o fungo Colletotrichum gloeosporioides, isolado de Citrus sp. Fitopatologia Brasileira, Brasília, DF, v. 21, suplemento, p. 382, 1996.
SAWAYA, A. C. H. F.; PALMA, A. M.; CAETANO, F. M.; MARCUCCI, M. C.; CUNHA, I. B. da S.; ARAÚJO, C. E. P.; SHIMIZU, M. T. Comparative study of in vitro methods used to analyse the activity of propolis extracts with different compositions against species of Candida. Letters in Applied Microbiology, Oxford, v. 35, p. 203-207, 2002.
SCHNEPFLEITNER, C.; MAFFIA, L. A.; BARBOSA, L. C. A.; SANTOS, R. H. S. Germinação de urediniósporos de Hemileia vastatrix e de Uromyces appendiculatus em presença de extratos de plantas medicinais. Fitopatologia Brasileira, Brasília, DF, v. 21, suplemento, p. 407, 1996.
SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; CRUZ, M. E. S.; STANGARLIN, J. R.; PASCHOLATI, S. F. Efeito do óleo essencial de Eucalyptus citriodora no crescimento micelial de fungos fitopatogênicos. Summa Phytopathologica, Piracicaba, v. 23, n. 1, p. 62, 1997.
SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; STANGARLIN, J. R.; CRUZ, M. E. S.; BONALDO, S. M.; PASCHOLATI, S. F. Efeito do extrato bruto de Eucalyptus citriodora no crescimento micelial e germinação de esporos de fungos fitopatogênicos. Summa Phytopathologica, Piracicaba, v. 24, n. 1, p. 74, 1998.
SETZER, W. N.; VOGLER, B.; SCHMIDT, J. M.; LEAHY, J. G.; RIVES, R. Antimicrobial activity of Artemisia douglasiana leaf essential oil. Fitoterapia, Milan, v. 75, p. 192-200, 2004.
SILVA, I.; FRANCO, S. L.; MOLINARI, S. L.; CONEGERO, C. I.; MIRANDA NETO, M. H.; CARDOSO, M. L. C.; SANTIANA, D. M. G.; IWANKO, N. S. Noções sobre o organismo humano e utilização de plantas medicinais. Cascavel: Assoeste, 1995. 203 p.
SINGH, R.; RAI, B. Antifungal potential of some higher plants against Fusarium udum causing wilt disease of Cajanus cajan. Microbios, Barcelona, v. 102, p. 165-173, 2000.
SINGH, U. P.; CHAUHAN, V. B.; WAGNER, K. G. Effect of ajoene, a compound derived from garlic (Allium sativum), on Phytophthora drechsleri f.sp. cajani. Mycologia, New York, v. 84, p. 105-108, 1992.
SINGH, U. P.; DIKSHIT, A.; SHARMA, M. L.; DIXIT, S. N. Fungitoxic activity of some essential oils. Economic Botany, New York, v. 34, p. 186-190, 1980.
SINGH, U. P.; PANDEY, V. B.; SINGH, U. P.; SINGH, R. D. N. Antifungal activity of some new flavones and flavone glycosides of Echinops echinatus. Canadian Journal Botany, Ottawa, CA, v. 66, p. 1901-1903, 1988.
SINGH, U. P.; PANDEY, V. N.; WAGNER, K. J.; SINGH, K. P. Antifungal activity of ajoene, a constituint of garlic (Allium sativum). Canadian Journal Botany, Ottawa, CA, v. 68, p. 1354-1356, 1990.
SINGH, U. P.; PATHAK, K. K.; KHARE, M. N.; SINGH, R. B. Effect of leaf extract of garlic on Fusarium oxysporum f.sp. ciceri, Sclerotinia sclerotiorum and on gram seeds. Mycologia, New York, v. 71, p. 556-563, 1979.
SINGH, U. P.; SRIVASTAVA, B. P.; SINGH, K. P.; MISHIRA, G. D. Control of powdery mildew of pea by ginger extract. Indian Phytopathology, New Delhi, IN, v. 44, p. 55-59, 1991.
SOARES, R. N.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; CRUZ, M. E. S.; STANGARLIN, J. R. Potencial de Artemisia camphorata (cânfora) no controle de Sclerotium rolfsii em casa-de-vegetação. In: ENCONTRO ANUAL DE INICIAÇÃO CIENTÍFICA, 7., 1998, Maringá. Resumos... Maringá: EDUEM, 1998b. p. 557.
SOARES, R. N.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; CRUZ, M. E. S.; STANGARLIN, J. R. Atividade antifúngica de extrato bruto de Artemisia camphorata (cânfora) em fungos fitopatogênicos. In: ENCONTRO ANUAL DE INICIAÇÃO CIENTÍFICA, 7., 1998, Maringá. Resumos... Maringá: EDUEM, 1998a. p. 539.
SOARES, R. N.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; STANGARLIN, J. R.; CRUZ, M. E. Potencial de Artemisia camphorata (cânfora) no controle de fungos fitopatogênicos. Fitopatologia Brasileira, Brasília, DF, v. 23, suplemento, p. 284, 1998c.
SOKMEN, A.; GULLUCE, M.; AKPULAT, H. A.; DAFERERA, D.; TEPE, B.; POLISSIOU, M.; SOKMEN, M.; SAHIN, F. The in vitro antimicrobial and antioxidant activities of the essential oils and methanol extracts of endemic Thymus spathulifolius. Food Control, Oxford, v. 15, p. 627-634, 2004.
SORNBERGER, A.; MARTINEZ-FRANZENER, A. S.; FRANZENER, G.; CZEPAK, M. P.; SVHWAN-ESTRADA, K. R. F.; STANGARLIN, J. R. Potencial de hidrolatos de espécies florestais da bacia do Rio Paraná III no controle de Pseudocercospora vitis. In: ENCONTRO ANUAL DE INICIAÇÃO CIENTÍFICA, 13., 2004, Londrina. Resumos... Londrina: EDUEM, 2004. 1 CD-ROM.
STANGARLIN, J. R.; FRANZENER, G.; MARTINEZ-FRANZENER, A. S.; CZEPAK, M. P.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F. Atividade antifúngica de hidrolatos sobre Alternaria brassicae. Fitopatologia Brasileira, Brasília, DF, v. 30, suplemento, p. 77, 2005.
STANGARLIN, J. R.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; CRUZ, M. E. S.; NOZAKI, M. H. Plantas medicinais e controle alternativo de fitopatógenos. Biotecnologia Ciência & Desenvolvimento, Uberlândia, v. 11, p. 16-21, 1999.
TAGAMI, O. K.; FAGAN, C.; INOUE, M. H.; CRUZ, M. E. S.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; STANGARLIN, J. R. Cromatografia e atividade biológica do óleo essencial de Cymbopogon citratus em fungos fitopatogênicos. In: ENCONTRO ANUAL DE INICIAÇÃO CIENTÍFICA, 7., 1998, Maringá. Resumos… Maringá: EDUEM, 1998. p. 546.
TANSEY, M. R.; APPLETON, J. A. Inhibition of fungal growth by garlic extract. Mycologia, New York, v. 67, p. 409-413, 1975.
TARIQ, V. N.; MAGEE, A. C. Effect of volatiles from garlic bulb extract on Fusarium oxysporum f.sp. lycopersici. Mycological Research, Cambridge, v. 94, p. 617-620, 1990.
TESKE, M.; TRENTINI, A. M. M. Herbarium: compêndio de fitoterapia. Curitiba: Herbarium, 1997. 317 p.
TESSMANN, D. J.; DIANESE, J. C.; CÂMARA, M. P. S. Efeito do extrato lipossolúvel de folha de jambeiro (Syzygium jambos) na germinação in vitro de urediniósporos de Puccinia psidii Winter. Fitopatologia Brasileira, Brasília, DF, v. 16, suplemento, p. 47, 1991.
UECHI, S.; MIYAGI, Y.; ISHIMINE, Y.; HONGO, F. Antibacterial activity of essential oils from Curcuma sp. (Zingiberaceae) cultivated in Okinawa against foodborne pathogenic bacteria. Japanese Journal of Tropical Agriculture, Tsukuba, v. 44, n. 2, p. 138-140, 2000.
VALARINI , P. J.; FRIGHETTO, R. T. S.; MELO, I. S. Potencial da erva medicinal (Cymbopogon citratus) no controle de fitopatógenos do feijoeiro. Revista de Agricultura, Piracicaba, v. 69, p. 139-150, 1994.
VELLUTI, A.; MARÍN, S.; GONZALEZ, P.; RAMOS, A. J.; SANCHES, V. Initial screening for inhibitory activity of essential oils on growth of Fusarium verticillioides, F. proliferatum and F. graminearum on maize-based agar media. Food Microbiology, London, UK, v. 21, p. 649-656, 2004.
VERMA, D. K.; TRIPATHI, V. J.; RANA, B. K.; TANEJA, V. Antifungal activity of triterpenoids from Lantana indica root. Fitoterapia, Milan, v. 59, p. 188-189, 1998.
VIGO-SCHULTZ, S. C.; STANGARLIN, J. R.; FRANZENER, G.; PORTZ, R. L.; KUHN, O. J.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F. Avaliação da eficácia da tintura etanólica de guaco (Mikania glomerata) no controle da podridão negra (Xanthomonas campestris pv. campestris) em couve-flor. 2004. Semina: Ciências Agrárias, Londrina, v. 27, n. 4, p. 515-524, 2006.
WAGNER, L. J.; FLORES, H. E. Effect of taxol and related compounds on growth of plant pathogenic fungi. Phytopathology, Saint Paul, v. 84, p. 1173-1178, 1994.
WILSON, C. L.; SOLAR, J. M.; EL GHAOUTH, A.; WISNIEWSKI, M. E. Rapid evaluation of plant extracts and essential oils for antifungal activity against Botrytis cinerea. Plant Disease, Saint Paul, v. 81, p. 204-210, 1997.
YU, J.; LEI, J.; YU, H.; CAI, X.; ZOU, G. Chemical composition and antimicrobial activity oh the essential oil of Scutellaria barbata. Phytochemistry, Elmsford, v. 65, p. 881-884, 2004.